Quelle: “What’s so funny about microbiology?” (Joachim Czichos)
MGP WS 2011/12
I
Hinweise zur Protokollsammlung - Mikrobiologisches Grundpraktikum (WS 2011/12) -
1. Ausfüllen der Protokollsammlung:
Variante 1 (bevorzugt): Sie können die Protokollsammlung mit dem Adobe Acrobat Reader/Professional ausfüllen und anschließend ausdrucken. Alle Felder der pdf-Datei, die ausgefüllt werden sollen, lassen sich z.B. mit Acrobat Reader/Professional mit Hilfe der Funktion „Felder markieren“ erkennen. (Achtung: Nur mit dem Acrobat Professional kann das Dokument zwischendurch abgespeichert werden! Mit dem Acrobat Reader können die ausgefüllten Daten nicht gespeichert werden. Auf mehreren Rechnern des Bio-Pools steht eine Version des Adobe Acrobat Professional zur Verfügung. Als kostenfreie Alternative kann z. B. PDF-XChange Viewer genutzt werden.)
Variante 2: Sie drucken sich das Dokument unausgefüllt aus und füllen es
per Hand aus. Alle Felder, die ausgefüllt werden sollen, haben einen weißen Hintergrund.
2. Ergebnisse - exakte, vollständige und übersichtliche Darstellung der Versuchsergebnisse (ursprüngliche Messwerte, sowie daraus berechnete Ergebnisse oder abgeleitete Grafiken) Formulieren Sie Ihre Angaben kurz und präzise – ggf. in Stichpunkten!
3. Mikroskopische Zeichnungen sind mit erläuternden Beschriftungen und
Größenmaßstab an der dafür vorgesehenen Stelle an der dafür vorgesehenen Stelle innerhalb der Protokollsammlung anzufertigen bzw. einzukleben. Die Zeichnungen werden mit Bleistift auf weißem Papier direkt im Labor bei der Mikroskopie im Vergleich mit den vorgelegten typischen Bildern aus den Einführungsdateien erstellt. Bitte keine Zeichnungen im Anhang einfügen!
4. Abweichungen in der Durchführung sind anzugeben und in die
Fehlerbetrachtung einzuschließen. 5. Grafiken und Gruppen-Auswertetabellen sind an die dafür vorgesehene
Stelle im Protokoll einzuheften.
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II
6. Der in der Protokollsammlung vorgegebene Platz sollte für Ihre Diskussion ausreichen. Bitte heften Sie keine zusätzlichen Blätter dazu!
7. Literatur: Es sollten die Quellen genannt werden, aus denen Informationen zur
Auswertung gewonnen wurden. (bzw. in denen bestimmte methodische Details beschrieben sind)
8. Der erste Teil der Protokollsammlung (Kurstag 1 bis 5) ist spätestens am
10. Kurstag bei Dr. Axel Wobus im Zimmer E05 abzugeben. 9. Der zweite Teil der Protokollsammlung (Kurstag 6 bis 10) ist 14 Tage
nach Kursende bei Herrn Dr. Stephan Mauersberger im Zimmer 134 abzugeben.
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1
Kurstag 1 1.2 Vorkommen von Mikroorganismen 1.2.1 Nachweis von Mikroorganismen in der Luft mittels
Sedimentationsplatten Aufgabe 1: Ermitteln Sie die Koloniezahlen auf den unterschiedlichen
Agarplatten. Tab.01: Anzahl der auf den exponierten Agarplatten gewachsenen Kolonien.
Nähragar SABOURAUD-Agar Gruppe Expositionsort Expositionszeit [min] 22 °C 37 °C 22 °C 37 °C
Hinweis: An dieser Stelle soll eine Kopie der Liste mit den Ergebnissen aller Gruppen eingefügt werden (wird während des Kurses zusammen- und zur Verfügung gestellt). Aufgabe 2: Vergleichen Sie die Ergebnisse aller Gruppen hinsichtlich des
Expositionsortes, der Expositionszeit, der Inkubationstemperatur und des verwendeten Nährbodens. Ziehen Sie Schlussfolgerungen bzgl. der Auswirkungen dieser Einflussfaktoren.
Expositionsort:
MGP WS 2011/12
2
Expositionsdauer:
Inkubationstemperatur:
Nährboden:
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3
Aufgabe 3: Beschreiben Sie die Bakterien- bzw. Pilzkolonien nach Größe, Farbe und Morphologie (Strukturen der Oberfläche und des Randes, Profil). Füllen Sie dazu die folgenden Tabellen aus. Beschreiben Sie je zwei der gewachsenen Kolonien (Morphotypen) pro Ansatz.
Kriterien der Charakterisierung der gewachsenen Bakterien- und Pilzkolonien:
a. Farbe b. Ggf. charakteristischer Geruch c. Form (Umriss) d. Profil (Erhebung über dem Nährboden) e. Rand f. Oberfläche g. Konsistenz (mit der Impföse prüfen) h. Größe (klein – mittelgroß – groß)
Anzahl gewachsener Bakterienkolonien auf Nähragar: 22°C________
37°C________
Anzahl gewachsener Pilzkolonien auf Nähragar: 22°C________
37°C________
Anzahl gewachsener Bakterienkolonien auf SABOURAUD-Agar: 22°C________
37°C________
Anzahl gewachsener Pilzkolonien auf SABOURAUD-Agar: 22°C________
37°C________
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Tab.02: Beschreibung der Morphologie ausgewählter Bakterien- und Pilzkolonien auf Sedimentationsplatten (Expositionsort: Dauer: )
Anzahl Farbe Form Profil Rand Oberfläche Konsistenz Größe
Bak
terie
n 22
°C
Bak
terie
n 37
°C
Pilz
e 22
°C
Näh
raga
r
Pilz
e 37
°C
- 4 -
MGP WS 2011/12
- 5 -
Anzahl Farbe Form Profil Rand Oberfläche Konsistenz Größe
Bak
terie
n 22
°C
Bak
terie
n 37
°C
Pilz
e 22
°C
SABO
UR
AUD
-Aga
r
Pilz
e 37
°C
axel
Linien
axel
Linien
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Aufgabe 4: Wählen Sie aus den in Tabelle 02 aufgelisteten Bakterienkolonien
drei aus, deren GRAM-Verhalten und Mikromorphologie Sie am 3. Kurstag feststellen und notieren Sie die Ergebnisse in Tab. 03!
Tab.03: GRAM-Verhalten und Mikromorphologie ausgewählter Kolonien.
Lfd. Nr. Herkunft
GRAM-Fär-bung (3.3.1)
Schnelltest (KOH, 3.3.2)
Aminopepti-dase (3.3.3)
Mikromorphologie
Kol. 1
Kol. 2
Kol.3
Schlussfolgerungen aus den Beobachtungen Bemerkungen zu Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung:
- 6 -
MGP WS 2011/12
- 7 -
1.2.2 Nachweis von Mikroorganismen auf Oberflächen Aufgabe 1: Kontrollieren Sie die bebrüteten Petrischalen hinsichtlich der Vielfalt
von Mikroorganismen auf unsterilen Oberflächen. Beschreiben Sie je zwei der gewachsenen Kolonien pro Ansatz.
Kriterien der Charakterisierung der gewachsenen Bakterien- und Pilzkolonien:
a. Farbe b. Ggf. charakteristischer Geruch c. Form (Umriss) d. Profil (Erhebung über dem Nährboden) e. Rand f. Oberfläche g. Konsistenz (mit der Impföse prüfen) h. Größe (klein – mittelgroß – groß)
zu A) Abklatschverfahren: verwendete Oberfläche:________________________________________________
Anzahl gewachsener Bakterienkolonien auf Nähragar: __________________
Anzahl gewachsener Pilzkolonien auf Nähragar: _______________________
Anzahl gewachsener Bakterienkolonien auf SABOURAUD-Agar:_________________
Anzahl gewachsener Pilzkolonien auf SABOURAUD-Agar:______________________
Anzahl gewachsener Bakterienkolonien auf Nähragar: __________________
Anzahl gewachsener Pilzkolonien auf Nähragar: _______________________
Anzahl gewachsener Bakterienkolonien auf SABOURAUD-Agar:_________________
Anzahl gewachsener Pilzkolonien auf SABOURAUD-Agar:______________________
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A) Abklatschverfahren: Tab.04: Beschreibung ausgewählter Bakterien- und Pilzkolonien (Objekt: ).
Anzahl Farbe Form Profil Rand Oberfläche Konsistenz Größe
Näh
raga
r 37
°C
Bak
terie
n
SA
BO
UR
AU
D-A
gar 2
8°C
Pilz
e
- 8 -
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- 9 -
B) Abstrichverfahren: Tab.05: Beschreibung ausgewählter Bakterien- und Pilzkolonien (Objekt: ).
Anzahl Farbe Form Profil Rand Oberfläche Konsistenz Größe
Näh
raga
r 37
°C
Bak
terie
n
SABO
UR
AUD
-Aga
r 28
°C
Pilz
e
MGP WS 2011/12
- 10 -
Schlussfolgerungen aus den Beobachtungen und Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
1.2.3 Mikroorganismen auf der Haut Aufgabe 1: Zählen Sie die Kolonien auf den Platten (Koloniebildende Einheiten -
KbE) und ziehen Sie anhand des Vergleichs mit den anderen Gruppen Schlussfolgerungen zur Wirkung der einzelnen Behandlungsmethoden.
Tab.06: Kolonie bildende Einheiten von Fingerabdrücken unbehandelter und behandelter Hände.
KbE / Platte unbehandelt
KbE / Platte nach Behandlung Behandlung der
Hände Gruppe NA SA NA SA
Hinweis: An dieser Stelle soll eine Kopie der Liste mit den Ergebnissen aller Gruppen eingefügt werden (wird während des Kurses zusammen- und zur Verfügung gestellt). Welche Wirkung zeigen die einzelnen Behandlungsmethoden und welche Abhängigkeit besteht vom zeitlichen Umfang der Anwendung?
MGP WS 2011/12
- 11 -
Waschen:
Desinfizieren:
Fazit:
MGP WS 2011/12
Aufgabe 2: Beschreiben Sie die Morphologie von je drei Bakterien-und Pilzkolonien (möglichst der dominierenden Formen!). Tab.07: Beschreibung ausgewählter Bakterien- und Pilzkolonien der Hautflora.
Anzahl Farbe Form Profil Rand Oberfläche Konsistenz Größe
Näh
raga
r 37
°C
Bak
terie
n
SABO
UR
AUD
-Aga
r 28
°C
Pilz
e
- 12 -
MGP WS 2011/12
Aufgabe 3: Stellen Sie für ausgewählte Kolonien deren GRAM-Verhalten und
Mikromorphologie fest (am 3. Kurstag!).
Tab.08: GRAM-Verhalten und Mikromorphologie ausgewählter Kolonien.
Isolat Nr.
Herkunft GRAM-Färbung (3.3.1)
Schnelltest (3.3.2)
Aminopeptida-setest(3.3.3)
Mikro-morphologie
1
2
3
Schlussfolgerungen aus Aufgabe 3 Bemerkungen zur Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.:
- 13 -
MGP WS 2011/12
- 14 -
1.3 Impftechniken Aufgabe 1: Beurteilen Sie das Wachstum der Bakterienkulturen in verschiedenen
Medientypen und bewerten Sie die Qualität Ihrer Überimpfungen. Tab.09: Wachstum der Reinkultur auf verschiedenen Formen von Nährmedien.
Nährmedium Beobachtung /Qualität der Kultur
Flüssigmedium
Schrägagar
Agarplatte
Hochschichtagar
Aufgabe 2: Beachten Sie die Wuchsform von Micrococcus luteus in der
Stichkultur. Was leiten Sie daraus ab? Wuchsform von Micrococcus luteus in der Stichkultur; Schlussfolgerung:
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- 15 -
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
1.4 Übersichtsfärbungen Aufgabe 1: Beschreiben Sie die Form und Anordnung der Mikroorganismen.
Schätzen Sie die Färbeintensität der drei Farblösungen ein. Tab.10: Form und Anordnung der beobachteten Mikroorganismen.
Escherichia coli Micrococcus luteus
Form
Anordnung
axel
Linien
axel
Linien
axel
Linien
axel
Linien
axel
Rechteck
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- 16 -
Aufgabe 2: Vergleichen Sie die Eignung der verschiedenen Färbungen für die
einzelnen Objekte. Eignung der verschiedenen Färbungen für die einzelnen Objekte (Farbintensität, Kontrast):
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
MGP WS 2011/12
- 17 -
1.5 Kalibrieren des Mikroskops Aufgabe 1: Geben Sie an wieviele Teilstriche (TS) des Objektmikrometers den
100 Teilstrichen der Okularskala entsprechen (für 40er und 100er Objektiv) bzw. wie viele TS der Okularskala auf die 100 TS des Objektmikrometers entfallen (für 10er Objektiv). Berechnen Sie den Abstand zweier Teilstriche der Messokularskala (Angabe in µm).
Tab.11: Kalibrierung des Mikroskops.
Objektiv
TS des Objektmikrometers, die den 100 TS der Okularskala entsprechen
TS der Okularskala, die 100 TS des Objektmikrometers entsprechen
Abstand zweier Teilstriche der Messokularskala [µm]
10er
40er
100er
Aufgabe 2: Dokumentieren Sie die Größe der beobachteten Mikroben (mind. 10
Einzelmessungen) und vergleichen Sie Ihre Messwerte mit den in der Literatur angegebenen.
Tab.12: Größenbestimmung der beobachteten Mikroben.
Mikro-organismus
Länge [µm] (10 Messungen)
Breite [µm] (10 Messungen)
Mittel-wert [µm]
[µm]
Bacillus subtilis
Escherichia coli
Micrococcus luteus
Saccharo-myces cerevisiae
MGP WS 2011/12
- 18 -
Tab.13: Vergleich der ermittelten Messwerte der Größenbestimmung mit den Angaben aus der Literatur.
Vergleich der ermittelten Messwerte mit den Angaben aus der Literatur:
MGP WS 2011/12
- 19 -
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
MGP WS 2011/12
- 20 -
1.6 Mikroorganismen in der Mundhöhle Aufgabe 1: Zeichnen Sie unterschiedliche Mikroorganismen von den Präparaten
und versuchen Sie, diese den im Skript genannten Organismengruppenzuzuordnen. Machen Sie Angaben zur Größe der beobachteten
Mikroorganismen. Mikroskopische Zeichnung - Mikroorganismen in der Mundhöhle: Vergrößerung:
Färbung:
Maßstab (bitte angeben):
MGP WS 2011/12
- 21 -
Aufgabe 2: Direktisolierung von Streptococcus salivarius: Beschreiben Sie die auf dem Saccharose-Agar gewachsenen Kolonien und dokumentieren Sie die Schritte bei der Isolierung von Streptococcus salivarius. Erläutern Sie, wie die Bildung von Milchsäure nachgewiesen werden kann. Diskutieren Sie die Bedeutung milchsäurebildender Streptokokken bei der Entstehung von Karies!
Beschreibung der auf dem Saccharose-Agar gewachsenen Kolonien:
Dokumentation der Sc hritte bei der Isolierung von Streptococcus salivarius. Konnte eine Reinkultur isoliert werden? Könnte es sich um den gesuchten Keim handeln? Wenn ja, warum / wenn nein, warum nicht?
MGP WS 2011/12
- 22 -
Wie erfolgt der Nachweis der Bildung von Milchsäure?
Erläutern Sie die Bedeutung milchsäurebildender Streptokokken bei der Entstehung von Karies.
MGP WS 2011/12
- 23 -
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
Kurstag 2 2.4 Fraktionierter Ausstrich Aufgabe 1: Bewerten Sie die Qualität Ihres fraktionierten Ausstrichs. Testobjekt: Qualität des fraktionierten Ausstrichs / Beobachtungen. Bewertungskriterien: mögliche Fremdinfektionen, Ausdünnen des Impfstriches, Wachstum von Einzelkolonien, Durchfurchen des Agars.
MGP WS 2011/12
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
2.5 Ausstreichen einer Bakteriensuspension (Spatelplattenmethode)
Bestimmen Sie die Zahl der nach Inkubation bei 37 °C auf den Platten gewachsenen Kolonien, vergleichen Sie die Koloniezahlen der Verdünnungsstufen und berechnen Sie die KbE je ml Original-Bakteriensuspension.
Aufgabe:
Tab.14: Kolonie bildende Einheiten pro ml (KbE/ml).
Verdünnungsstufe KbE pro Platte KbE pro ml Original- Bakteriensuspension
10-5
10-6
10-7
Berechnung der KbE / ml Originalsuspension:
- 24 -
MGP WS 2011/12
- 25 -
Vergleichen Sie die Koloniezahlen der Verdünnungsstufen. Entsprechen die Ergebnisse Ihren Erwartungen?
Bewerten Sie die Präzision der jeweiligen Ergebnisse! Diskutieren Sie, ob es ratsam ist, Mittelwerte zu bilden! Formulieren Sie das Endergebnis der Quantifizierung!
MGP WS 2010/11
- 26 -
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
MGP WS 2011/12
- 27 -
2.6 Quantifizierung von Mikroorganismen 2.6.1 Bestimmung der Gesamtzellzahl Aufgabe : - Mittelwert (Zellzahl je Großquadrat) aus den einzelnen Zählungen
errechnen - Zellzahl pro ml der jeweiligen Verdünnungsstufe berechnen (dabei
Umrechnungsfaktor angeben und herleiten!) - Berechnen Sie die Zellzahl je g Hefe-Frischmasse und bewerten
Sie die Präzision der Zählergebnisse bei den unterschiedlichen Verdünnungsstufen.
GQ = Großquadrat GZZ = Gesamtzellzahl Tab.15: Berechnung der Zellzahlen pro ml der Verdünnungsstufe und pro ml der Originalsuspension.
Verdünnungsstufe gezählte Zellen (5 GQ)
Mittelwert (Zellen je GQ)
GZZ pro ml der Verdünnungsstufe
GZZ pro ml der Originalsuspension
10-1
10-2
10-3
10-4
10-5
10-6
MGP WS 2011/12
- 28 -
Leiten Sie den Umrechnungsfaktor zur Berechung der Zellzahl pro ml der Verdünnungsstufe her:
Berechnen Sie die Gesamtzellzahl je g Hefe-Frischmasse; Achten Sie dabei auf eine hohe Präzision Ihrer Angaben (vgl. 2.5):
MGP WS 2011/12
- 29 -
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
2.6.2 Bestimmung der Lebendzellzahl Aufgabe: - Anzahl der gewachsenen Kolonien auszählen
- Lebendzellzahl pro ml der je weiligen Verdünnungsstufe und Lebendzellzahl je g Hefe berechnen (ggf. Mittelwert ermitteln)
- Berechnen Sie aus den präzisesten Ergebnissen dieses Versuchs und der Gesamtzellzahlbestimmung (Versuch 2.6.1.) den Anteil der lebenden Zellen in der Bäckerhefe. Hinweis: Jeweils Werte geeigneter Verdünnungsstufen verwenden!
Tab.16: Berechnung der Lebendzellzahlen (LZZ) pro ml der Verdünnungsstufe, pro ml der Originalsuspension und je g Hefe sowie Ermittlung des Anteils lebender Zellen an der Gesamtzellzahl.
Verdünnungs-stufe
KbE pro Agarplatte
KbE pro ml der Verd.-stufe
KbE pro ml Originalsusp.
LZZ je g Hefe
Berechnung des Anteils lebender Zellen an der Gesamtzellzahl [%]:
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Bewerten Sie Ihre Ergebnisse und geben Sie mögliche Fehlerquellen an!
2.6.3 Ermittlung der Trübung von Zellsuspensionen
Stellen Sie den Zusammenhang zwischen der optischen Dichte der Suspension und der in der jeweiligen Verdünnungsstufe ermittelten Zellzahl pro ml graphisch in einem x-y-Diagramm dar.
Aufgabe 1:
Tab.17: Berechnung der Zellzahl pro ml und Ermittlung der Optischen Dichte (OD) bei 600 nm.
Verdünnungsstufen Ausgangs- Suspension (1 g/l)
1:2 1:5 1:10
Zellzahl je GQ (Mittelwert)
Zellzahl pro ml
OD (600 nm)
Hinweis: Die Kalibriergerade ist an dieser Stelle aufzuführen (bitte hier einheften)! Achten Sie bei deren Erstellung auf die richtige Zuordnung von abhängiger und unabhängiger Größe, passen Sie an die Messwerte eine Regressionsgerade an und geben Sie die zugehörige Geradengleichung und das Bestimmtheitsmaß an (bei Verwendung geeigneter Software) .
- 30 -
MGP WS 2011/12
- 31 -
Aufgabe 2: Bewerten Sie die Eignung des photometrischen Verfahrens zur
Zellmasse- und Zellzahlbestimmung, machen Sie die Grenzen dieses Verfahrens deutlich und kennzeichnen Sie den Ihrer Meinung nach geeigneten Bereich der Kalibrierkurve.
Eignung des photometrischen Verfahrens zur Zellmasse- und Zellzahlbestimmung (Aufführen von Vor- und Nachteilen, Grenzen des Verfahrens, Voraussetzungen):
axel
Rechteck
axel
Textfeld
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
axel
Linien
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Kurstag 3 3.3 Zellwandaufbau: GRAM-Differenzierung Bitte achten Sie darauf, dass neben Escherichia coli und Staphylococcus epidermidis auch ausgewählte Kolonien aus 1.2.1, 1.2.3 und 1.6 hinsichtlich ihrer Gram-Eigenschaften untersucht werden sollen!(Siehe Auswertetabellen bei 1.2.1, 1.2.3 und 1.6!) 3.3.1 GRAM-Färbung
Fertigen Sie mikroskopische Zeichnungen an. Geben sie jeweils an, von welchem Präparat / welchem Mikroorganismus die einzelnen Zeichnungen vorgenommen wurden.
Aufgabe 2: Erklären Sie das unterschiedliche Verhalten der Bakterien bei der
GRAM-Färbung! Warum kann durch die GRAM-Färbung zwischen GRAM-positiven und GRAM -negativen Bakterien unterschieden werden? Erklären Sie das Prinzip der Färbemethode!
axel
Textfeld
Wodurch kann eine falsche oder nicht eindeutige Färbung verursacht sein? Bemerkungen zur Versuchsdurchführung:
MGP WS 2011/12
- 34 -
3.3.2 Schnelltest zur GRAM-Differenzierung (KOH-Test) Aufgabe 1: Beschreiben Sie Ihre Beobachtungen bei der Durchführung des
Schnelltestes zur GRAM-Differenzierung. Tab.18: GRAM-Verhalten bei Durchführung des Schnelltestes zur GRAM-Differenzierung.
Aufgabe 2: Beschreiben Sie das zu Grunde liegende Prinzip des Schnelltestes. Nachweisprinzip des Schnelltestes:
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
MGP WS 2011/12
- 35 -
3.3.3 Aminopeptidase-Test Aufgabe 1: Erklären Sie das Zustandekommen der Gelbfärbung der Lösung bei
GRAM-negativen Bakterien.
Nachweisprinzip des Aminopeptidase-Tests:
Aufgabe 2: Vergleichen Sie die Ergebnisse der drei Testmethoden zur GRAM-
Differenzierung. Tab.19: Zusammenfassung der Testergebnisse zum GRAM-Verhalten der Testorganismen. Zu den Beobachtungen mit unbekannten Organismen siehe Protokolle zu 1.2.1 und 1.2.3
Organismus GRAM-Färbung (3.3.1)
Schnelltest (3.3.2)
Aminopeptidase-test(3.3.3)
E. coli
St. epidermidis
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- 36 -
Vergleich der drei Testmethoden zur GRAM-Differenzierung.:
Bemerkungen zu 3.3.3 (Aminopeptidasetest) (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
MGP WS 2011/12
3.4 Aerobe Kulturverfahren Aufgabe 1: Beschreiben Sie Wachstum und Farbe der Bakterienkolonien (bzw.
Verfärbungen des Agars) auf den verschiedenen Nährböden. Ziehen Sie daraus Schlussfolgerungen bezüglich der Stoffwechseleigenschaften der jeweiligen Mikroorganismen.
Tab.20: Wachstum der Bakterien auf den Differenzierungsmedien.
Nährboden Mikro-organismus
Wachstum und Farbevon Kolonie und Agar
Nachgewiesene Stoffwechselleistung
Micrococcus luteus
Staphylococcus aureus
Nähragar
Enterococcus faecalis
Micrococcus luteus
Staphylococcus aureus
Blutagar
Staphylococcus epidermidis
Micrococcus luteus
Staphylococcus aureus
BAIRD-PARKER-Agar
Staphylococcus epidermidis
- 37 -
MGP WS 2011/12
- 38 -
Nährboden Mikro-organismus
Wachstum und Farbe von Kolonie und Agar
Nachgewiesene Stoffwechselleistung
Micrococcus luteus
Enterococcus faecalis
TTC-Azid-Agar
Staphylococcus epidermidis
Micrococcus luteus
Enterococcus faecalis
Aesculin-Agar
Staphylococcus epidermidis
Escherichia coli
Klebsiella oxytoca
ENDO-Agar
Proteus vulgaris
Escherichia coli
Klebsiella oxytoca
MAC-CONKEY-Agar
Proteus vulgaris
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- 39 -
Nährboden Mikro-organismus
Wachstum und Farbevon Kolonie und Agar
Nachgewiesene Stoffwechselleistung
Escherichia coli
Pseudomonas aeruginosa
Cetrimid-Agar
Pseudomonas stutzeri
Bacillus cereus
Mossel-Cereus-Agar
Bacillus subtilis
Aufgabe 2: Erläutern Sie kurz die Wirkungsweise der verschiedenen Selektiv-
bzw. Differenzierungsnährböden. Leiten Sie aus Ihren Beobachtungen Möglichkeiten zur Differenzierung unbekannter Bakterien ab.
Wirkungsweise der verschiedenen Selektiv- bzw. Differenzierungsnährböden: Nähragar: Blutagar:
Mossel-Cereus-Agar: Leiten Sie aus Ihren Beobachtungen Möglichkeiten zur Differenzierung unbekannter Bakterien ab.
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
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- 42 -
3.5 Mikroorganismen aus Wasserproben Aufgabe 1: Ermitteln Sie die Gesamtkoloniezahl auf DEV-Nähragar, indem Sie
aus den Koloniezahlen geeigneter Verdünnungsstufen (ca. zwischen 20 und 200 Kolonien je Platte) die KbE/ml in der Originalprobe berechnen. Differenzieren Sie unter den auf dem Tergitol-7-Agar gewachsenen Kolonien zwischen E. coli, anderen coliformen Bakterien und der Begleitflora und geben Sie auch hier die jeweiligen Koloniezahlen an.
Proben-herkunft
Leitungs-wasser
Oberfl.-wasser
Tab.21: Koloniezahlen der Wasserproben auf DEV-Nähragar und Tergitol-7-Agar
Probe Medium Inkub. temp.
Verd. KbE/Platte KbE/mL
22 °C
DEV-Nähr-agar
37 °C
E. coli:
Colifome:
Leitu
ngsw
asse
r
Tergitol-7-Agar (Tg7)
37 °C unve
rdün
nt
„Begleitflora“:
10-1
10-2
22 °C
10-3
10-1
10-2
Obe
rflä
chen
was
ser
DE
V-N
ähr
aga
r (D
EV
-NA
)
37 °C
10-3
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- 43 -
Probe Medium Temp. Verd. KbE/Platte KbE/mL
E. coli:
Colifome:
10-1
„Begleitflora“:
E. coli:
Colifome:
10-2
„Begleitflora“:
E. coli:
Colifome:
Obe
rflä
chen
was
ser
Ter
gito
l-7-A
gar
(T
g7)
37 °C
10-3
„Begleitflora“:
Endergebnisse der mikrobiologischen Wasseranalyse in KbE je mL Wasser für die verschiedenen Medien bzw. Organismengruppen:
Tab.22: KbE/ml (Originalprobe) auf DEV-Nähragar und Tergitol-7-Agar in den Wasserproben
Medium Spezifikation Leitungswasser Oberflächenwasser
DEV-Nähragar 22°C
37°C
Tergitol-7-Agar E. coli
Coliforme
Begleitflora
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- 44 -
Aufgabe 2: Bewerten sie anhand der Koloniezahlen auf dem Selektivnährmedium und der Gesamtkoloniezahl auf DEV-Nähragar die Wasserproben hinsichtlich der Wasserqualität. Worauf beruht der Nachweis colifomer Bakterien?
Bewertung der Koloniezahlen auf dem Selektivnährmedium und DEV-Nähragar, Einschätzung der Wasserproben hinsichtlich ihrer Wasserqualität:
Erläutern Sie den Nachweis von Escherichia coli, anderer coliformer Bakterien und der Begleitflora!
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- 45 -
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
Kurstag 4
4.4 Physiologie der Mikroorganismen 4.4.1 Verhalten gegenüber Sauerstoff Oxidase-Nachweis Aufgabe 1: Geben Sie an, bei welchen der untersuchten Testorganismen Sie
das Enzym Cytochrom-Oxidase nachgewiesen haben. Tab.23: Nachweis der Oxidase bei verschiedenen Mikroorganismen.
Aufgabe 2: Welche Reaktion spielt sich bei der Bildung der Gasbläschen ab?
Reaktion bei der Bildung der Gasbläschen:
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
4.4.2 Verwertung von Kohlenhydraten
Oxidation-Fermentation- (OF) Test nach HUGH und LEIFSON Aufgabe 1: Stellen Sie fest, welche der Bakterien zu einem oxidativen und/oder
fermentativen Abbau der eingesetzten Zuckers fähig sind. Achten Sie auf eine mögliche Gasbildung!
Tab.25: Ergebnisse der oxidativen / fermentativen Verwertung von Kohlenhydraten.
Mikroorganismus Zucker Abbau im nicht überschichteten Röhrchen oxidativ
Abbau im überschichteten Röhrchen (Paraffinöl) fermentativ
Verfärbung
Verfärbung
Glukose
Gasbildung
Gasbildung
Verfärbung
Verfärbung
Escherichia coli
Laktose
Gasbildung
Gasbildung
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- 48 -
Mikroorganismus Zucker Abbau im nicht überschichteten Röhrchen oxidativ
Abbau im überschichteten Röhrchen (Paraffinöl) fermentativ
Verfärbung
Verfärbung
zweiter Keim: (bitte eintragen)
Glukose
Gasbildung
Gasbildung
Verfärbung
Verfärbung
Laktose
Gasbildung
Gasbildung
Schlussfolgerungen bzgl. Physiologie der Testorganismen:
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
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- 49 -
Zwei-Zucker-Medium nach KLIGLER Aufgabe 1: Treffen sie anhand des Wachstums auf KLIGLER-Medium Aussagen
zur Kohlenhydratverwertung der untersuchten Bakterien Tab.26: Verwertung von Glukose und Laktose sowie H2S-Bildung von verschiendenen Teststämmen im Zwei-Zucker-Mediums nach KLIGLER.
Verwertung der beiden Zucker sowie H2S-Bildung
Mikroorganismus Schrägfläche / Stich
Beobachtung Schlussfolgerung
Schrägfläche
Escherichia coli
Stich
Schrägfläche
Klebsiella oxytoca
Stich
Schrägfläche
Proteus vulgaris
Stich
Schrägfläche
Pseudomonas aeruginosa
Stich
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Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
VOGES-PROSKAUER-Reaktion und Methylrot-Test Aufgabe 1: Prüfen Sie Bakterien auf ihre Fähigkeit, das Stoffwechselprodukt
Acetoin und/oder Säure bei der Umsetzung von Glucose zu bilden. Füllen Sie dazu die folgende Tabelle aus!
Tab.27: Ergebnisse der VOGES-PROSKAUER-Reaktion und des Methylrot-Tests
Aufgabe 2: Notieren Sie die durch die Urease katalysierte Reaktion und erklären
Sie das Nachweisprinzip.
Notieren Sie die durch die Urease katalysierte Reaktion und erklären Sie das Nachweisprinzip.
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
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4.4.4 Nachweis der Nitratreduktion und Denitrifikation Aufgabe 1: Protokollieren Sie, welche Bakterien Nitrat reduzieren können und bis
zu welcher Oxidationsstufe diese Reduktion erfolgt. Tab.31: Nachweis der Nitratreduktion und Denitrifikation.
Beobachtung Mikroorganismus vor Zugabe des
Zinkstaubes nach Zugabe des Zinkstaubes
Schlussfolgerung (Reduktion bis zu welcher Oxidationsstufe?)
Escherichia coli
Micrococcus luteus
Pseudomonas stutzeri
Aufgabe 2: Erklären Sie die Notwendigkeit des Zinkstaubtests.
Warum muss der Zinkstaubtest durchgeführt werden?
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Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
4.4.5 Mikrobieller Abbau von Biopolymeren – Stärkeabbau Aufgabe 1: Protokollieren Sie, welche Bakterien Stärke abbauen können. Tab.32: Nachweis des Stärkeabbaus.
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
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Zusammenfassung zu Versuch 4.4 Physiologie der Mikroorganismen Aufgabe: Legen Sie als Zusammenfassung der in diesem Abschnitt
aufgeführten Versuche und der Ergebnisse der aeroben Kulturverfahren (Versuch 3.4) eine Tabelle an, in der alle ermittelten physiologischen Merkmale der einzelnen Untersuchungsobjekte eingetragen werden. Vergleichen Sie in einer zusammenfassenden Diskussion die untersuchten Mikroorganismen vor allem hinsichtlich ihres Kohlenhydratstoffwechsels.
Hinweis: Um einen Überblick über die in den Versuchen 3.4 und 4.4 nachgewiesenen physiologischen Merkmale zu geben, fügen Sie bitte an dieser Stelle eine zusammenfassende Tabelle ein! Ziehen Sie aus der Zusammenfassung Schlussfolgerungen vor allem bezüglich des Kohlenhydratstoffwechsels der Testorganismen. Diskutieren Sie auch widersprüchliche Befunde !
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4.5 Anaerobe Kulturverfahren
4.5.1 FORTNER-Platte Aufgabe 1: Stellen Sie fest, ob das anaerobe Bakterium gewachsen ist. Erläutern
Sie den Zusammenhang zwischen dem Wachstum der beiden Mikroben.
Ist ein Wachstum des anaeroben Bakteriums festzustellen? Wodurch wäre es zu erklären, wenn Clostridium pasteurianum nicht, dafür aber Serratia marcescens auffällig rot gewachsen sein sollte?
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
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4.5.2 Pyrogallol-Verfahren Aufgabe: Stellen Sie fest, ob und warum das obligat anaerobe Bakterium unter
diesen Bedingungen gewachsen ist. Erklären Sie, ob und warum das obligat anaerobe Bakterium unter diesen Bedingungen gewachsen ist.
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
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4.5.3 Hochschicht-Stichkultur Aufgabe : Beurteilen Sie visuell gegen das Licht das Wachstum des
eingeimpften Bakteriums. Beurteilen Sie das Wachstum des eingeimpften Bakteriums.
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
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4.6 Anreicherung sulfatreduzierender Bakterien aus Gewässer-sedimenten
Aufgabe 1: Beschreiben Sie Ihre Beobachtungen und fertigen Sie Zeichnungen
der im Mikroskop beobachteten Mikroorganismen an.
Mikroskopische Beobachtungen der aus Gewässersedimenten angereicherten Sulfatreduzierer - Beschreibung:
Mikroskopische Zeichnung – Anreicherung sulfatreduzierender Bakterien aus Gewässersedimenten:
Vergrößerung:
Färbung:
Maßstab (bitte angeben):
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Aufgabe 2: Erklären Sie kurz den durch sulfatreduzierende Bakterien induzierten
Korrosionsprozess. Beschreibung des durch sulfatreduzierende Bakterien induzierten Korrosionsprozesses (anaerobe Korrosion):
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
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Kurstag 5
5.3 Ermittlung einer Wachstumskurve von Escherichia coli Aufgabe 1: Die Wachstumskurven werden ermittelt, indem die gemessenen
Extinktionswerte logarithmisch über der Zeitachse aufgetragen werden. Es sind die Wachstumsrate und die Verdopplungszeit (aus der Trübungskurve) grafisch zu ermitteln. Darüber hinaus ist die Dauer der lag-Phase und, falls beobachtet, auch das Erreichen der stationären Phase einzuschätzen.
Gruppe Medium Inkub.-temp.
Tab.33: Gemessene Extinktionswerte (Optische Dichte bei 620 nm).
Probe Uhrzeit Inkub.-zeit (min) OD (620 nm) lg OD
t0:
t1:
t2:
t3:
t4:
t5:
t6:
t7:
t8:
Hinweis: Die Wachstumskurve ist an dieser Stelle aufzuführen (bitte hier einheften)! Tab.34: Grafisch ermittelte Werte aus der Wachstumskurve von E.coli.
Berechnung der Wachstumsrate / Ermittlung aus Diagramm: Anstieg m =
Wachstumsrate [1/min]
Verdopplungszeit [min]
Dauer der lag-Phase [min]
Erreichen der stationären Phase [min]
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Hinweis: Eine Liste mit den Werten aller Gruppen aus Tab. 34 ist an dieser Stelle aufzuführen (wird während des Kurses zusammen- und zur Verfügung gestellt). Aufgabe 2: Im Vergleich mit anderen Gruppen sollen die Auswirkungen der
verschiedenen Medien und der unterschiedlichen Temperatur auf das Wachstum von E. coli diskutiert werden.
Diskutieren Sie die Auswirkungen der verschiedenen Medien und der unterschiedlichen Temperatur auf das Wachstum von E. coli!
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
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5.4 Nachweis der Säurefestigkeit von Bakterien Aufgabe 1: Beschreiben Sie ihre Beobachtungen der mikroskopierten Präparate. Tab.35: Nachweis der Säurefestigkeit von Bakterien.
Mikroorganismus Beobachtungen säurefest / nicht säurefest
Mycobacterium phlei
Escherichia coli
Aufgabe 2: Beschreiben Sie die Ursache der Säurefestigkeit der untersuchten
Mikroben und das Prinzip der Färbemethode. Ursache der Säurefestigkeit der untersuchten Mikroorganismen und Prinzip der Färbemethode:
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Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
5.5 Kapselfärbung nach MANEVAL Aufgabe 1: Beschreiben Sie ihre Beobachtungen der mikroskopierten Präparate. Tab.36: Kapselfärbung nach MANEVAL.
Mikroorganismus Beobachtungen
Micrococcus luteus
Bacillus megaterium
Xanthomonas campestris
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Mikroskopische Zeichnung – Kapselfärbung nach MANEVAL Vergrößerung:
Färbung:
Maßstab (bitte angeben):
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Aufgabe 2: Beschreiben Sie das Prinzip der Färbemethode. Prinzip der Färbemethode:
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
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5.6 Nachweis von Speicherstoffen: Neutralfette und Poly-β- hydroxybuttersäure
Aufgabe 1: Zeichnen Sie die grau gefärbten Fettablagerungen in den sonst rot
gefärbten Zellen. Mikroskopische Zeichnung – Nachweis von Speicherstoffen: Vergrößerung:
Färbung:
Maßstab (bitte angeben):
Aufgabe 2: Charakterisieren Sie die Milieubedingungen, die zur Einlagerung
dieser Speicherstoffe führen. Unter welchen Milieubedingungen kommt es zur Einlagerung von Speicherstoffen?
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Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
5.7 Hitzeresistenz und Sporenbildung 5.7.1 Prüfung der Hitzeresistenz
Vergleichen Sie das Ba kterienwachstum auf beiden Petrischalen und stellen Sie fest, ob und welche Bakterien hitzeresistent sind.
Aufgabe 1:
Tab.37: Prüfung der Hitzeresistenz.
Mikroorganismus Wachstum der Kontrolle
Wachstum der hitzebehandelten Bakterien
Hitzeresistenz (ja / nein)
Bacillus subtilis
Escherichia coli
Schlussfolgerungen:
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Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
5.7.2 Färbung von Endosporen Aufgabe 1: Fertigen Sie Zeichnungen der Präparate an. Machen Sie Angaben zur
Lage und Größe der Endosporen, sowie zur Häufigkeit sporentragender Zellen im Vergleich zu vegetativen Zellen.
Mikroskopische Zeichnung – Färbung von Endosporen: Vergrößerung:
Färbung:
Maßstab (bitte angeben):
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Tab.38: Färbung von Endosporen.
Mikroorganismus Lage der Endosporen
Größe der Endosporen
Häufigkeit sporentragender Zellen
Bacillus subtilis
Clostridium pasteurianum
Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):
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5.8 Cyanobakterien Aufgabe 1: Machen Sie anhand einer Zeichnung die Unterschiede zwischen
Heterocysten und vegetativen Zellen deutlich. Erläutern Sie die Funktion dieser spezialisierten Zellen.
