Entwicklung eines Kulturmediums für die optimierte...

Entwicklung eines Kulturmediums

für die optimierte Kultivierung von Chlorophyta

in einem Airlift-Säulen-Reaktor

Bachelorarbeit

im Studiengang Biotechnologie

vorgelegt von

Sergej Wilhelm

Mart.-Nr.: 1959826

Hamburg

den 28. Januar 2014

Gutachter:

Prof. Dr. G. Cornelissen (HAW Hamburg)

Prof. Dr.-Ing. K. Kuchta (TUHH)

Die vorliegende Bachelorarbeit wurde am Institut für Umwelttechnik und Energiewirtschaft

der Technischen Universität Hamburg-Harburg erstellt. Die Betreuung übernahm

M.Sc. N. Wieczorek.

Institut für Umwelttechnik

und Energiewirtschaft

Harburger Schloßstraße 36

21073 Hamburg

Danksagung

Diese Danksagung möchte ich allen Menschen widmen, die mich während der Ausarbeitung

meiner Bachelorarbeit unterstützt haben.

Bedanken möchte ich mich bei Frau Prof. Dr. G. Cornelissen für die Übernahme des Referats

und die Betreuung dieser Arbeit.

Ich danke Frau Prof. Dr.-Ing. K. Kuchta für die Übernahme des Koreferats und für die

freundliche Unterstützung meiner Bachelorarbeit.

Meinen besonderen Dank möchte ich an meinen Betreuer Herrn M. Sc. Nils Wieczorek

richten. Seine intensive Begleitung meiner Forschungsarbeiten und seine Unterstützung bei

der Fertigstellung der Arbeit waren mir sehr große Hilfe. Außerdem gilt mein Dank meiner

Laborpartnerin Katharina Heinz für die gemeinsamen Ausführungen der zahlreichen

Laborversuche und für den fachlichen Austausch.

Ein großes Dankeschön geht an alle Mitarbeiter des Instituts für Umwelttechnik und

Energiewirtschaft, die mir während der Zeit meines Praktikums und dem Schreiben meiner

Arbeit zur Seite gestanden und mich bei Bedarf unterstützt haben.

Auch bedanke ich mich ganz herzlich bei meiner Familie, die für mich während der ganzen

Zeit eine große Stütze war. Eure Unterstützung und Euer Glaube an mich hat mir viel Kraft

gegeben, vielen Dank dafür.

Erklärung

Ich versichere hiermit, dass ich die vorliegende Bachelorarbeit mit dem im Ausgabeantrag

formulierten Thema ohne fremde Hilfe selbstständig verfasst und nur die angegebenen

Quellen und Hilfsmittel benutzt habe. Wörtlich oder dem Sinn nach aus anderen Werken

entnommene Stellen sind unter Angabe der Quellen kenntlich gemacht.

Hamburg, den ______________ __________________________

Unterschrift des Verfassers

I

Inhaltsverzeichnis

Abbildungsverzeichnis .......................................................................................................................................... III

Tabellenverzeichnis .............................................................................................................................................. IV

Abkürzungsverzeichnis ........................................................................................................................................... V

1 Einleitung ...................................................................................................................................................... 1

2 Zielsetzung .................................................................................................................................................... 1

3 Grundlagen .................................................................................................................................................... 2

3.1 Biologische Grundlagen ................................................................................................................................ 2

3.1.1 Mikroalgen ........................................................................................................................................... 2

3.1.2 Licht ..................................................................................................................................................... 4

3.1.3 Nährstoffe ............................................................................................................................................ 6

3.2 Technische Grundlagen ............................................................................................................................... 10

3.2.1 Kultivierung von Mikroalgen ............................................................................................................. 11

3.2.2 Kultivierungsstrategien ...................................................................................................................... 12

3.3 Nutzung von Mikroalgen ............................................................................................................................. 14

4 Material und Methoden ............................................................................................................................... 16

4.1 Material ....................................................................................................................................................... 17

4.1.1 Geräte ................................................................................................................................................. 17

4.1.2 Versuchsanlage .................................................................................................................................. 18

4.1.3 Vorkultur ............................................................................................................................................ 19

4.1.4 Kulturmedien ..................................................................................................................................... 19

4.2 Methoden ..................................................................................................................................................... 22

4.2.1 Bestimmung der Biotrockenmassenkonzentration ............................................................................. 22

4.2.2 Nährstoffbestimmung......................................................................................................................... 24

4.3 Wachstumskurve und Produktivität ............................................................................................................. 25

4.4 Versuchsdurchführung ................................................................................................................................ 25

4.4.1 Versuchsreihe I .................................................................................................................................. 27

4.4.2 Versuchsreihe II ................................................................................................................................. 27

4.4.3 Versuchsreihe III ................................................................................................................................ 27

4.4.4 Versuchsreihe IV ............................................................................................................................... 28

4.4.5 Versuchsreihe V ................................................................................................................................. 28

5 Darstellung und Auswertung der Ergebnisse............................................................................................... 30

5.1 Versuchsreihe I ............................................................................................................................................ 30

5.2 Versuchsreihe II........................................................................................................................................... 32

5.3 Versuchsreihe III ......................................................................................................................................... 33

5.4 Versuchsreihe IV ......................................................................................................................................... 34

5.5 Versuchsreihe V .......................................................................................................................................... 35

6 Diskussion/Gegenüberstellung der Ergebnisse ............................................................................................ 39

7 Zusammenfassung ....................................................................................................................................... 44

II

8 Ausblick....................................................................................................................................................... 46

9 Literaturverzeichnis ..................................................................................................................................... 47

10 Anhang ........................................................................................................................................................... I

10.1 Herstellerangaben zur Zusammensetzung von Ferty Bassidünger ................................................................. I

10.2 Erfasste Daten der durchgeführten Versuche ................................................................................................ II

Abbildungsverzeichnis

III

Abbildungsverzeichnis

Abbildung 3.1:links: Chlorella Vulgaris [CCALA, 2013], mitte: Scenedesmus obliquus [CCALA, 2013],

rechts: Chlamydomonas reinhardtii [POC, 2013]. .................................................................................. 4

Abbildung 3.2: typische Auswirkung von Lichtintensität auf Produktivität nach Ogbonna und Tanaka

[2000]. ..................................................................................................................................................... 5

Abbildung 3.3: Open Pond der Firma Cyanotech [Nutraingredients, 2014] .......................................................... 11

Abbildung 3.4: links: Flatpanelreaktor [Fraunhofer IGB, 2013], mitte: Röhrenreaktor [ZDE, 2010], rechts:

Folienreaktor [NOVAgreen, 2014]. ...................................................................................................... 12

Abbildung 3.5: Ein typischer Wachstumsverlauf einer Batch-Kultivierung nach nach Meiser [2004] ................. 13

Abbildung 4.1: Links das verwendete ASRS mit vier Säulen-Reaktoren und einer Schlauchkühlung im

unteren Bereich der Säulen, rechts eine Seitenansicht auf das ASRS und die davor aufgestellten

Lampen ................................................................................................................................................. 18

Abbildung 4.2: BTM-Bestimmung mit einer Vakuumpumpe (links), OD-Messung (Mitte und rechts) ............... 24

Abbildung 5.1: Wachstumskurven von Chlorella vulgaris und Scenedesmus obliquus mit KM 1 in der

Versuchsreihe I (Messfehler der berechneten BTM wurden durch parallel dazu gemessene BTM

ersetzt und im Graphen mit einem Symbol(X) gekennzeichnet)........................................................... 30

Abbildung 5.2: Produktivitätskurven von Chlorella vulgaris und Scenedesmus obliquus (bei Scenedesmus

obliquus wurden Produktivitätswerte vor dem Beginn der Kühlung verwendet, bei Chlorella

vulgaris nach dem Beginn der Kühlung, weil da in beiden Fällen höchste Produktivität erreicht

wurde) ................................................................................................................................................... 31

Abbildung 5.3: Wachstumskurven von KM1und KM2 in der Versuchsreihe II (Messfehler der berechneten

BTM wurden durch parallel dazu gemessenen BTM ersetzt und im Graphen mit einem

Symbol(X) gekennzeichnet) .................................................................................................................. 32

Abbildung 5.4: Produktivitätskurven von KM1 und KM2 in der Versuchsreihe II (Dargestellt sind

Produktivität-Werte aus der ersten Phase der Kultivierung, da in der zweiten der neue Ansatz mit

einem höheren BTM-Gehalt gestartet wurde. Dies führt dazu, dass anfangs niedrige

Produktivität-Werte den bereits von Anfang hohen BTM-Werten gegenüber stehen und eine

Verzerrungder Ergebnisse stattfindet) ................................................................................................... 33

Abbildung 5.5: Wachstumskurven von KM3 und KM4 in der Versuchsreihe IV ................................................. 34

Abbildung 5.6: Produktivitätskurven von KM3 und KM4 in der Versuchsreihe IV (Die erste und die zweite

Kultivierung wurden zusammengefasst, dritte wurde nicht berücksichtigt.) ........................................ 35

Abbildung 5.7: Wachstumskurven von KM5 und KM6 in der Versuchsreihe V .................................................. 36

Abbildung 5.8: Produktivitätskurve von KM5 in der Versuchsreihe V ................................................................. 36

Abbildung 5.9: Produktivitätskurve von KM6 in der Versuchsreihe V ................................................................. 37

Abbildung 5.10: Wachstumskurven von KM5+ 1ME und KM5+2ME in der Versuchsreihe V ........................... 37

Abbildung 5.11: Wachstumskurven von KM3 und KM4 mit Mikroelementen aus KM5 in der

Versuchsreihe V (Kultur mit KM4 schäumte in der Nacht auf Tag 9 über und verlor an BTM.

Aus diesem Grund wurde die Kultivierung mit KM4 beendet.) ........................................................... 38

Abbildung 5.12: Produktivitätskurven von KM3 und KM4 in der Versuchsreihe V ............................................. 39

Abbildung 6.1: Übersicht von Wachstumskurven aller Kulturmedien (Ausweitung der Wachstumskurven

erfolgt für die Versuchsdauer von 11 Tagen) ........................................................................................ 40

Tabellenverzeichnis

IV

Tabellenverzeichnis

Tabelle 3.1: Übersicht von Nährstoffen und ihren Funktionen bei Stoffwechselprozessen [Campbell et al.,

2006] ....................................................................................................................................................... 8

Tabelle 3.2: Vergleich von unterschiedlichen Kulturmedien für Süßwasseralgen nach deren Makro- und

Mikroelementen ...................................................................................................................................... 9

Tabelle 3.3: Für Biotechnologie relevante Mikroalgen mit jeweiligem Anwendungsbereich der gewonnenen

Produkten und mit der dafür angewandten Kultivierungsmethode [Pulz und Gross, 2004] ................ 15

Tabelle 4.1: Übersicht der verwendeten Geräte und deren Einsatzbereiche .......................................................... 17

Tabelle 4.2: Übersicht über die Zusammensetzung aller verwendeten Kulturmedien ........................................... 20

Tabelle 4.3: Übersicht über die analytischen Methoden und erfassten Prozessparametern ................................... 22

Tabelle 4.4: Übersicht von durchgeführten Versuchsreihen .................................................................................. 26

Tabelle 4.5: Prozessparameter bei der Versuchsreihe I.......................................................................................... 27

Tabelle 4.6: Prozessparameter bei der Versuchsreihe II ........................................................................................ 27

Tabelle 4.7:Prozessparameter bei der Versuchsreihe III ........................................................................................ 28

Tabelle 4.8:Prozessparameter bei der Versuchsreihe IV ........................................................................................ 28

Tabelle 4.9:Prozessparameter bei der Versuchsreihe V (Teil 1) ............................................................................ 29

Tabelle 4.10:Prozessparameter bei der Versuchsreihe V (Teil 2) .......................................................................... 29

Tabelle 6.1: Übersicht alle wichtigen Prozessparameter aus den Kultivierungen mit ihren jeweiligen

Kulturmedien (Die Auswahl erfolgte nach den maximal erreichten Werten des jeweiligen

Kulturmediums). ................................................................................................................................... 41

Abkürzungsverzeichnis

V

Abkürzungsverzeichnis

AS Ammoniumsulfat

ASRS Airlift-Säulen-Reaktor-System

ADP Adenosindiphosphat

ATP Adenosintriphosphat

BTM Biotrockenmasse

BTMOD Mittels optischer Dichte berechnete Biotrockenmasse

K Korrelationsfaktor

KM Kulturmedium

LED Licht emittierende Diode (Light Emiting Diode)

MAP Magnesiumammoniumphosphat

ME Mikroelemente

OD Optische Dichte

P Produktivität

PAR Photosynthetisch aktive Strahlung (Photosynthetically Active Radiation)

PCE Wirkungsgrad der Photosynthese (Photo-Conversion Efficiency)

PPFD Photonenflußdichte (Photosynthetic Photon Flux Density)

SAG Sammlung von Algenkulturen an der Universität Göttingen

TS Trockensubstanz

VF Verdünnungsfaktor bei der OD-Messung

vvm Begasungsrate

Einleitung

1

1 Einleitung

Die Bedeutung der Mikroalgen für den Planeten Erde wird immer noch unterschätzt. Dies

geschieht zu Unrecht, denn die Mikroalgen spielen für die Biosphäre eine wichtige Rolle. So

stammen 50 % des photosynthetisch produzierten Sauerstoffs auf der Erde von den Algen ab

[Linne von Berg et al., 2004]. Mikroalgen können mittels Lichtenergie anorganischen

Kohlenstoff (C) in Form von Kohlenstoffdioxid (CO2) aufnehmen und in die Biomasse

umwandeln. Bei diesem Prozess, Photosynthese genannt, sind Mikroalgen fünf Mal effektiver

als Landpflanzen [Pulz, 2009]. Zurzeit sind etwa 40.000-60.000 Mikroalgenarten bekannt und

noch mehr werden vermutet [Sastre und Posten, 2010]. Diese Vielzahl macht deren

wirtschaftliches Potenzial für Menschen deutlich. Besonders interessant sind die von

Mikroalgen produzierten Inhaltstoffe, wie Proteine, Kohlenhydrate, ungesättigte Fettsäuren,

Pigmente, Vitamine usw. Diese finden bereits ihren Einsatz bei der Lebensmittel- und

Chemieindustrie, bei den pharmazeutischen Produkten und Kosmetika [Pulz, 2009]. Einige

Mikroalgen eignen sich für die Produktion von Biokraftstoffen, wie Bioethanol und Biodiesel.

Die Verwendung der Mikroalgenbiomasse für die Erzeugung vom Biogas wird zurzeit

intensiv erforscht [Bischof, 2012]. Die kommerzielle Produktion von Mikroalgen liegt

weltweite bei 20.000 Mg pro Jahr [Zitteli et al., 2013]. Der größte Teil davon wird in offenen

Becken in tropischen Ländern kultiviert. Andere Kultivierungsverfahren sind

Photobioreaktoren [Meiser, 2004]. Auch in Deutschland existieren bereits Anlagen für die

Kultivierung von Mikroalgen. Beispielsweise werden bei einer solchen Anlage in Klötze

werden kommerziell 80-100 Mg Trockenbiomasse pro Jahr in einem Rohrreaktorsystem

produziert [Rösch und Posten, 2012].

2 Zielsetzung

Ziel dieser Arbeit ist die Entwicklung eines Standardmediums, welches für die Kultivierung

von Chlorophyta (Grünalgen) in einem Airlift-Säulen-Reaktor geeignet ist. Das neu

entwickelte Kulturmedium soll bei künftigen Versuchsdurchführungen als Referenzmedium

eingesetzt werden, um Versuche mit unterschiedlichen Rahmenbedingungen besser

vergleichbar zu machen. Die Zusammensetzung des neuen Kulturmediums orientiert sich an

Literaturwerten von etablierten Kulturmedien. Zusätzlich soll untersucht werden, ob

Stickstoff- und Phosphorverbindungen, die aus Gärresten gewonnen werden können

(Magnesiumammoniumphosphat/MAP und Ammoniumsulfat/AS), für die Kultivierung von

Mikroalgen geeignet sind. Wenn dies der Fall ist, soll die Möglichkeit zur Substitution der

konventionellen Phosphor- und Stickstoffquellen mit diesen Nährstoffen untersucht werden.

Grundlagen

2

3 Grundlagen

Das Wort „alga“ kommt aus dem Lateinischen und bedeutet Seegras bzw. Tang. Zuerst

wurden makroskopische Meerespflanzen unter diesem Namen verstanden. Mit der Zeit

wurden dann die mikroskopischen Organismen, die im Wasser leben und in der Lage sind

Photosynthese zu betreiben, dazu gezählt. Die Höheren Pflanzen, die im Gegensatz zu den

Algen einen Embryo (der aus der befruchteten Eizelle entwickelnde Keim, der noch von der

Mutterpflanze ernährt wird) haben, wurden ausgeschlossen. Somit ist dieses Wort ein

Sammelbegriff und umfasst nach Linne von Berg et al. [2004] alle Lebensformen, die „eine

permanente, oxygene (…) Photosynthese betreiben und keine Embryo (…) bilden“ [Linne

von Berg et al., 2004]. Nach dieser Definition sind Algen nicht nur eukaryotische

Mikroorganismen, sondern dazu gehören prokaryotische Mikroorganismen, wie

Cyanobakterien.

3.1 Biologische Grundlagen

Algen werden in mehrere Gruppen aufgeteilt, wie zum Beispiel in Grünalgen (Chlorophyta),

Rotalgen (Rhodophyta), Braunalgen (Phaeophyta), Kieselalgen (Bacillariophyta) usw.

[Strebel und Krauter, 1988]. Diese kommen fast überall auf der Erde vor. Zu ihren

Hauptlebensräumen gehören zum Beispiel Meere (im Phytoplankton), Seen, Flüsse, Erdreich

und Bäume [Linne von Berg et al., 2004]. Mikroskopische Vertreter der Algen werden als

Mikroalgen bezeichnet. Diese sind sehr vielfältig und weit verbreitet. Es wurden bereits

40.000-60.000 Mikroalgenarten entdeckt und beschrieben [Sastre und Posten, 2010].

3.1.1 Mikroalgen

Mikroskopische Vertreter der Algen werden als Mikroalgen bezeichnet. Diese sind einzellige

Organismen, die in der Lage sind Lichtenergie in chemische Energie umzuwandeln. Dieser

Vorgang wird als Photosynthese bezeichnet und findet in den dafür vorgesehenen Organellen,

den Chloroplasten, statt. Im Verlauf dieses Prozesses wird der anorganische C als Baustein

von Zucker oder anderer organischer Verbindungen gebunden [Sastre und Posten, 2010]. In

dieser Arbeit wurde mit drei Grünalgen der Gruppe Chlorophyta gearbeitet. Es handelte sich

um Algen der Gattungen Chlorella, Scenedesmus und Chlamyomonas. Auf Grund ihrer

mikroskopischen Größe gehören diese zu den Mikroalgen. Diese sollen im Folgenden kurz

beschrieben werden.

Chlorella

Mikroalgen der Gattung Chlorella sind einzellige, eukaryontische Organismen, die zu den

Grünalgen der Gruppe Chlorophyta gehören [Linne von Berg et al., 2004]. Chlorella ist eine

unbewegliche Mikroalge mit einer runden oder epileptischen Form mit einem Durchmesser

http://de.wikipedia.org/wiki/Eizelle

Grundlagen

3

von 2-17 µm [Jin und Quiang, 2013]. Diese kann im Süßwasser und im Brackwasser

vorkommen. Ferner ist diese Mikroalge im Boden und auf den Bäumen zu finden [Kessler,

1992]. Chlorella hat einen Proteinanteil von 51-58 % und einen Lipidanteil von 14-25 %

[Pulz, 2009]. Zu ihrer Zusammensetzung zählen Inhaltstoffe wie Carotinoide (z. B. α- und β-

Carotin, Astaxanthin, Zeaxanthin und Canthaxanthin), sowie Vitamine (z. B. Vitamine A, B

und C). Außerdem besitz Chlorella gesättigte bzw. ungesättigte Fettsäuren wie Omega-3 und

Omega-6 Fettsäuren. [Stach, 2005]. Eine Mikroalge dieser Gattung ist zum Beispiel Chlorella

vulgaris. Ihr optimales Wachstum liegt bei einer Temperatur von 30°C und beim pH-Wert

von pH 7 [Mayo und Noike, 1994]. In der Abbildung 3.1 ist eine Mikroskopaufnahme dieser

Mikroalge dargestellt. Chlorella vulgaris hat eine hohe Reproduktionsrate. Die Teilung einer

einzelnen Mutterzelle in vier bis 16 Tochterzellen findet innerhalb von zwölf bis 16 Stunden

statt [Bischof, 2012].

Scenedesmus

Mikroalgen der Gattung Scenedesmus sind unbewegliche einzellige Grünalgen der Gruppe

Chlorophyta. Sie bildet kleine Kolonien mit einer Größe von fünf bis 30 µm, meistens aus

vier oder acht aneinandergereihten Zellen. Eine Zelle von Scenedesmus hat eine elliptische bis

spindelförmige Form und ist häufig mit einem Stachel versehen [Linne von Bergen et al.,

2004]. Diese Mikroalge ist in den nährstoffreichen Süßgewässern zu finden. Scenedesmus hat

einen Proteinanteil von 8-12 % und einen Lipidanteil von 21-32 % [Pulz, 2009]. Eine

Mikroalge dieser Gattung ist zum Beispiel Scenedesmus obliquus. Ihr optimales Wachstum

liegt in einem Temperaturbereich von 28-32°C und in einem pH-Wert von pH 7 [Leupold,

2013]. In der Abbildung 3.1 ist eine Mikroskopaufnahme dieser Mikroalge dargestellt.

Chlamydomonas

Mikroalgen der Gattung Chlamydomonas sind geißelbewegliche einzellige Grünalgen der

Gruppe Chlorophyta. Diese haben eine kugel- oder eiförmige Zellform und eine Größe von 4-

60 µm. Am vorderen Ende der Zelle sind zwei Geißeln angeordnet. Chlamydomonas kommt

in Salz- und Süßwasser, in Böden und im Schnee von Hochgebirgen vor [Linne von Bergen et

al., 2004]. Chlamydomonas hat einen Proteinanteil von 48 % und einen Lipidanteil von 21 %

[Becker, 2007]. Chlamydomonas gehört zu den chlorophyllarmen Algen und besitzt einen

Chlorophyllanteil von 1,6-4,8 % bezogen auf die Trockenmasse [Pringsheim, 1963]. Eine

Mikroalge dieser Gattung ist zum Beispiel Chlamydomonas reinhardtii. Deren pH-Optimum

Grundlagen

4

liegt bei 7,5 pH [Kong et al., 2010]. In der Abbildung 3.1ist eine Mikroskopaufnahme dieser

Mikroalge dargestellt.

Abbildung 3.1:links: Chlorella Vulgaris [CCALA, 2013], mitte: Scenedesmus obliquus [CCALA, 2013], rechts:

Chlamydomonas reinhardtii [POC, 2013].

3.1.2 Licht

Mikroalgen sind phototrope Organismen, die in der Lage sind Licht als Energiequelle zu

nutzen. Bei diesem Vorgang, Photosynthese genannt, werden aus Kohlenstoffdioxid (CO2)

und Wasser (H2O) unter der Verwendung von Lichtenergie organische Substanzen gebildet

[Richter, 1988]. Somit spielt Licht eine essenzielle Rolle für die Mikroalgenkultivierung und

hat große Auswirkungen auf das Wachstum von Mikroalgen. Im Folgenden soll dieser

Einfluss näher erläutert werden.

Einfluss von Licht auf Wachstum und Produktivität

Für die Photosynthese ist nur ein bestimmter Wellenbereich des Lichts nutzbar. Er liegt in

einem Wellenlängenbereich von 400-700 nm und wird photosynthetisch aktive Strahlung

(PAR- Photosynthetically Active Radiation) genannt [Kohl und Nicklisch, 1988]. PAR-

Strahlung ist dabei ein Maß für die Photonenflußdichte (PPFD - Photosynthetic Photon Flux

Density) und wird in Photonen bzw. Quanten pro Fläche und Zeiteinheit (μmol m-2

s-1

)

angegeben.

Bei der Algenkultivierung ist die Lichtintensität, mit der eine Algenkultur im Bioreaktor

bestrahlt wird, ein entscheidender Limitierungsfaktor. Der Zuwachs der Biomasse

(Produktivität) ist abgängig von einer optimalen Photosynthese und somit auch von der

Lichtintensität [Kohl und Nicklisch, 1988]. Wenn für die Photosynthese nur eine niedrige

Lichtintensität zur Verfügung steht, wird auch die Gesamtgeschwindigkeit des

photosynthetischen Prozesses verlangsamt [Richter, 1988]. Jedoch führt eine Erhöhung der

Lichtintensität, die der Photonenflußdichte (PPFD) entspricht, nicht automatisch zu einer

Produktivitätssteigerung [Ogbonna und Tanaka, 2000]. So hat eine steigende Lichtintensität

zur Folge, dass zuerst eine Lichtsättigung der photosynthetischen Pigmente (Chlorophylle und

Carotinoide) stattfindet und anschließend die Photosynthese gehemmt wird. Ein typisches

Beispiel für die Auswirkungen der Lichtintensität auf die Produktivität ist in Abbildung 3.2

dargestellt.

Grundlagen

5

Abbildung 3.2: typische Auswirkung von Lichtintensität auf Produktivität nach Ogbonna und Tanaka [2000].

Bei einer geringen Lichtintensität findet im Abschnitt I (siehe Abbildung 3.2) kein Wachstum

statt. Mit einer Erhöhung der Lichtintensität, im Abschnitt II, steigt die Produktivität an. In

diesem Bereich wird die limitierende Wirkung des Lichts deutlich, wenn die Lichtintensität

zum Beispiel durch eine Selbstverschattung von Mikroalgen absinkt. Im Abschnitt III ist eine

Lichtsättigung erreicht und es erfolgt keine weitere Steigung von Produktivität. Im nächsten

Bereich (IV) steigt die Lichtintensität weiter, was zu einer Hemmung der Photosynthese und

zu einem Absinken von Produktivität führt. Somit wird die höchste Produktivitätsrate in der

Lichtsättigungsphase der photosynthetischen Pigmente erreicht. So sind Algen in der Lage

sich an die herrschenden Lichtverhältnisse anzupassen. Es wird zum Beispiel der Gehalt der

photosynthetisch wirksamen Pigmente, vor allem der Carotinoide, entsprechend den

Lichtintensität verändert [Kohl und Nicklisch, 1988]. Dies führt dazu, dass Algen nach einer

Anpassungsphase effizienter die Lichtenergie nutzen können.

Wirkungsgrad der Photosynthese

Da nur die PAR-Strahlung für die Photosynthese nutzbar ist, ist der Wirkungsgrad der

Photosynthese, Photo-Conversion Efficiency (PCE), in Bezug zum Sonnenlicht auf 43 % des

gesamten Lichts beschränkt. Dabei wird der PCE-Wert zusätzlich von weiteren Faktoren

reduziert. Photonen aus dem blauen Lichtspektrum haben einen niedrigeren Wirkungsgrad bei

der Photosynthese als die mit längerer Wellenlänge. So spielt die Wahl einer Lichtquelle

(Sonnenlicht oder künstliches Licht) eine wichtige Rolle bei der Kultivierung von

Mikroalgen. Ein Teil der PAR-Strahlung geht durch Reflexion in den Zellen verloren.

Grundlagen

6

Zusätzlicher Energieverlust findet bei der Rückkehr des vorher angeregten

photosynthetischen Systems in seinen Gleichgewichtszustand statt. Die Synthese von

organischen Molekülen für die enzymatischen Vorgänge verbraucht weitere Energie. Diese

Energieverluste führen dazu, dass der PCE-Wert auf 12,6 % sinkt [Zhu et al., 2008]. Ein

weiterer Grund für die Abnahme des PCE-Wertes ist die Respiration (Zellatmung), bei der die

Zellen die durch die Photosynthese gespeicherte Energie veratmen. Zum Schutz vor zu viel

Licht erfolgt eine Photorespiration, bei der überschüssige Lichtenergie vernichtet wird. Durch

einen gemittelten Respirationsanteil von 20 % reduziert sich der PCE-Wert folglich auf 8,8 %

[Sastre und Posten, 2010]. Bei den C4-Pflanzen beträgt der theoretische PCE-Wert 6 %, bei

den C3-Pflanzen 4,6 % [Zhu et al.2008]. In der Praxis werden diese Werte nicht erreicht und

liegen bei 1 %. Im Gegensatz zu den Pflanzen haben die Mikroalgen einen fünf Mal höheren

PCE-Wert, was diese sehr interessant als nachwachsenden Rohstoff macht [Sastre und Posten,

2010].

3.1.3 Nährstoffe

Mikroalgen sind phototrophe Organismen. Somit sind diese in der Lage anorganisches CO2

mit Hilfe der Lichtenergie zu assimilieren. Die drei wichtigsten Makroelemente für ein

phototrophes Wachstum sind C, Stickstoff (N) und Phosphor (P). Ihr Angebot in einem

Kulturmedium ist zentral für die Kultivierung von Mikroalgen [Grobbelaar, 2013]. Ein

weiterer Faktor für das Wachstum von Mikroalgen ist das N:P-Verhältnis im Kulturmedium.

Ein optimales Verhältnis von N zu P sorgt dafür, dass keine gegenseitige Limitation dieser

beiden Stoffe stattfindet. Wenn dieses unter dem Optimum liegt, dann kommt es zu einer N-

Limitation und über dem Optimum zu einer P-Limitation. Dieses N:P-Verhältnis ist

artenspezifisch und kann einer Algenspezies einen Wachstumsvorteil gegenüber den anderen

Algen verschaffen. [Kohl und Nicklisch, 1988].

Zu den weiteren wichtigen Nährstoffen werden Makroelemente wie Schwefel (S), Kalium

(K), Magnesium (Mg) und Kalzium (Ca) gezählt. Dazu kommen noch wichtige

Mikroelemente wie Eisen (Fe), Bor (B), Kupfer (Cu), Mangan (Mn), Zink (Zn), Molybdän

(Mo), Kobold (Co), [Grobbelaar, 2013]. Diese Nährstoffe werden auf bestimmte Weise

aufgenommen und haben unterschiedliche Funktionen.

Aufnahme von Nährstoffen

Damit die benötigten Elemente von den Mikroalgen aufgenommen werden, ist es für ein

Kulturmedium entscheidend, in welcher Form diese Elemente vorliegen, und ob sie

biologisch verfügbar sind. Im Folgenden sind die wichtigsten Elemente beschrieben.

Grundlagen

7

Kohlenstoff

Die C-Versorgung wird meistens durch das Einbringen des CO2 in das Kulturmedium

gewährleistet. Ein positiver Effekt dabei ist, die Möglichkeit, den pH-Wert mit dem CO2 zu

kontrollieren. CO2 liegt im Wasser in gelöster Form sowie als Kohlensäure (H2CO3) im

Gleichgewicht mit Hydrogencarbonaten (HCO3-) und Carbonaten (CO3

2-) [Kohl und

Nicklisch, 1988]. C wird von den Mikroalgen als CO2 oder HCO3- aufgenommen

[Grobbelaar, 2013].

Stickstoff

Stickstoff kann als Ammonium (NH4+), Nitrat (NO3

-) oder als Harnstoff (CH4N2O) angesetzt

werden. Die NH4+-Assimilation ist energetisch günstiger als die Nitratassimilation. Aus

diesem Grund wird N in Form von NH4+ von Mikroalgen bevorzugt aufgenommen

[Hoffmann, 2010]. Da aber NO3- weit verbreitet ist, wird hauptsächlich dieser Stoff als N-

Quelle bei einer Kultivierung von Mikroalgen genommen [Grobbelaar, 2013]. Wenn NO3-als

N-Quelle zur Verfügung steht, kommt es zu einer Erhöhung des pH-Wertes. Beim Einsatz

von NH4+ sinkt dagegen der pH-Wert [Kohl und Nicklisch, 1988].

Phosphor

P ist essenziell für Wachstum und Stoffwechselprozesse. Er wird von den Mikroalgen

bevorzugt in Form von ortho-Phosphat (PO42-

) aufgenommen [Grobbelaar, 2013]. Die

Aufnahme von ortho-Phosphat läuft sehr schnell ab und die überschüssige Menge wird von

den Mikroalgen gespeichert. Im Wasser gelöst liegt P bei pH-Werten von 5-9 in einem

Gleichgewicht als ein Dihydrogenphosphat-Anion (H2PO4−) und ein Hydrogenphosphat-

Anion (HPO42−

) [Kohl und Nicklisch, 1988].

Mikroelemente

Die Aufnahme von Mikroelementen kann auf zwei verschiedenen Wegen geschehen. Beim

ersten Weg erfolgt der Transport passiv, beim zweitem aktiv. Bei dem passiven

Transportvorgang handelt es sich um eine Diffusion, die keine Energie benötigt. Bei einem

aktiven Transport wird dagegen Stoffwechselenergie verbraucht [Langmüller und Springer-

Lederer, [1974]. Ein Beispiel dafür ist eine Protonen-Pumpe, die aktiv Wasserstoffionen (H+)

durch die Membran transportiert [Campbell et al., 2006]. So werden zum Beispiel Zn und Co

bei Chlorella energieabhängig aufgenommen [Findenegg et al., 1971].

Viele der Mikroelemente können sehr leicht mit anderen Bestandteilen eines Kulturmediums

reagieren und somit nicht mehr zur Verfügung stehen. Aus diesem Grund werden

Mikroelemente oft mit Komplexbildner eingesetzt [Grobbelaar, 2013].

Grundlagen

8

Funktion der Makro- und Mikronährstoffe

Nährstoffe haben unterschiedliche Funktionen und Bedeutungen für die Stoffwechselprozesse

von Mikroalgen. Die Makroelemente werden in großen Mengen benötigt und sind

Hauptbestandteile organischer Verbindungen. Mikroelemente werden in kleinen Mengen für

das Wachstum gebraucht und sind hauptsächlich als Cofaktoren bei enzymatischen

Reaktionen tätig [Campbell et al., 2006]. Diese Mikroelemente sind für die Biosynthese von

vielen Verbindungen relevant [Grobbelaar, 2013]. In Tabelle 3.1 ist eine Übersicht über

einige wichtige Makro- und Mikroelemente mit ihren Funktionen gegeben.

Tabelle 3.1: Übersicht von Nährstoffen und ihren Funktionen bei Stoffwechselprozessen [Campbell et al., 2006]

Element Funktion

C Hauptbestandteil organischer Verbindungen

N Bestandteil von Nucleinsäuren, Proteinen, Hormonen und Coenzymen

P Bestandteil von ATP, ADP, Nucleinsäuren, Phospholipiden und verschiedenen Enzymen

S Bestandteil von Proteinen, Aminosäuren und Coenzymen

K Cofaktor bei der Proteinsynthese

Mg Bestandteil des Chlorophylls, Enzymaktivierung

Ca beteiligt an der Bildung, und Stabilität von Membranen, Enzymaktivierung

Fe Bestandteil der Cytochrome, Enzymaktivierung

B Cofaktor bei der Chlorophyllsynthese

Mn beteiligt an der Aminosäuresynthese, Enzymaktivierung,

bei der Photosynthese an dem Schritt der Wasserspaltung

Zn beteiligt an der Chlorophyllsynthese, Enzymaktivierung

Cu Bestandteil von Enzymen und Redoxsystemen

Mo essenziell für die N-Fixierung, Cofaktor bei der NO3-Reduktion

Co beteiligt an der VitaminB12 -Produktion [Grobbelaar, 2013].

Kulturmedien für Chlorophyta

Eine Vielzahl von Kulturmedien ist für unterschiedliche Mikroalgen entwickelt worden. Um

die geeignete Zusammensetzung eines Kulturmediums für die Kultivierung von Grünalgen zu

erarbeiten, wird ein Vergleich zwischen bekannten Kulturmedien durchgeführt. In dieser

Arbeit werden ausschließlich Süßwasseralgen der Algengruppe Chlorophyta verwendet.

Deswegen werden Kulturmedien herangezogen, die bereits bei der Kultivierung von

Mikroalgen dieser Gruppe zum Einsatz gekommen sind. In Tabelle 3.2 ist das Ergebnis des

Vergleichs mit ausgewählten Kulturmedien und deren Konzentrationen von Makro- und

Mikroelementen zusammengefasst.

Grundlagen

9

Tabelle 3.2: Vergleich von unterschiedlichen Kulturmedien für Süßwasseralgen nach deren Makro- und

Mikroelementen

Kulturmedium

nach

Mü

ller

, 1

961

Po

hl

et a

l.,

198

6

Hin

der

sin

et

al.,

20

12

So

rok

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, 1

95

6

Bas

al M

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m

nac

h

SA

G

Med

ium

für

ein

zell

ige

Grü

nal

gen

nac

h

SA

G

N:P-Verhältnis 3,85 12,25 3,65 0,6 7,79 0,9

Makroelemente mg L-1

Element liegt vor als

N 157,94 41,56 446,18 173,18 27,71 140,08 KNO3

- - - - - - NH4Cl

P

40,98 - - 284,54 - - KH2PO4

- - - - - 154,88 NaH2PO4+Na2HPO4

- - 122,20 - - - P2O5

- 3,39 - - 3,56 - K2HPO4

K

492,59 - - - KH2PO4+ KNO3

- - - - - 391,02 KNO3

- - 1875,65 1875,65 - - K2O + KNO3

- 120,30 - - 120,51 - K2HPO4+ KNO3

S

23,42 - - - - - MgSO4 • 7H2O

- - 320,00 - - - Flory I

- 0,02 - 130,11 2,61 32,94 siehe Mikroelemente

Mg

17,75 - - 98,61 1,97 24,31 MgSO4 • 7H2O

- - 60,30 - - - MgO

- 135,00 - - - - Meereswasser

Ca

0,79 - - 0,01 - - CaCl2 • 6H2O

- - - - - 4,007 CaCl2


Cl

0,70 - - 0,01 - 3,644 CaCl2 • 6H2O

- - - - - - CaCl3

- 0,61 - - - - siehe Mikroelemente

Mikroelemente mg L-1

Element liegt vor als

Zn 0,0505 0,0227 - 0,0200 0,2274 0,0653 ZnSO4 • 7H2O

- - 0,1000 - - - Chelat von EDTA

Cu - - 0,0600 - - - Chelat von EDTA

0,0201 0,0025 - 0,0041 0,0013 0,0006 CuSO4 • 5H2O

Co 0,0119 - - 0,0010 0,2025 - Co(NO3)2 • 6H2O

- 0,0210 - - - - CoSO4 • 7H2O

Mn

0,5036 - - - 0,4926 0,0549 MnSO4 • 7H2O

- - 0,8000 - - - Chelat von EDTA

- 0,1358 - 0,0039 - - MnCl2 • 2H2O

Fe

1,2083 - - - - - C6H5FeO7

- - 140,6093 1,3960 FeSO4 • 7H2O

- - 4,0000 - - - Chelat von DPTA

- 1,9667 - - - - FeCl3 • 6H2O+ C6H5FeO7

B

0,5169 - - - - - HBO3

- - - - - 0,0107 H3BO3

- - - 0,0158 - - H3BO4

- - 0,4000 - - - Flory I


Mo

0,0012 - - - - 0,0010 (NH4)6Mo7O24 • 4H2O

- - - 0,0047 - - MoO3

- - 0,1200 - - - Flory I

- 0,0397 - - 0,3965 - Na2MoO4 • 2H2O

Grundlagen

10

In der Algenanlage Reitbrook werden hauptsächlich Süßwasseralgen wie Chlorella vulgaris

und Scenedesmus obliquus kultiviert. Dort hat sich ein Kulturmedium aus einem

Pflanzendünger "Flory Basisdünger 1" als P- und Mikroelementenquelle etabliert [Hindersin

et al., 2012, Leupold et al., 2013]. Ein weiteres Beispiel für ein Kulturmedium, welches für

die Kultivierung von Grünalgen geeignet ist, ist das Kulturmedium nach Pohl et al. [1986].

Eine umfangreiche Sammlung von Algenkulturen (SAG) besteht an der Universität

Göttingen. Dort werden zu den jeweiligen Algengattungen entsprechende Kulturmedien

empfohlen (wie z. B. Basal Medium für Chlorophyta). Mit dem Kulturmedium nach Müller

[1961] wird z. B. die Mikroalge Scenedesmus obliquus kultiviert. Das Kulturmedium nach

Sorokin und Krauss [1958] wurde für die Kultivierung von Grünalgen verwendet. Wie der

Tabelle 3.2. zu entnehmen ist, werden unterschiedliche N:P-Verhältnisse und verschiedene P-

und N-Quellen in den einzelnen Kulturmedien angewendet. Die Zusammensetzung und die

Konzentrationen der Mikroelemente unterscheiden sich in diesen Kulturmedien voneinander.

Neben der Zusammensetzung und der Nährstoffkonzentration ist noch ein weiterer Faktor bei

der Auswahl geeigneter Makro- und Mikroelementen für ein Kulturmedium zu

berücksichtigen, nämlich die Kultivierungskosten von Mikroalgen. Diese bewegen sich im

Bereich von 36 €/kg-7150 €/kg je nach Kultivierungssystem bzw. nach Zielprodukt [Brennan

und Owende, 2010]. Daher müssen Möglichkeiten gesucht werden, um die

Kultivierungskosten zu senken. So kann die Auswahl preisgünstigerer Nährstoffalternativen

helfen. Aus diesem Grund wird z. B. in der Algenanlage Reitbrook erfolgreich ein günstiger

Pflanzendünger, Flory 1, als eine alternative Nährstoffquelle verwendet [Hindersin et al.,

2012, Leupold et al., 2013]. Eine andere Möglichkeit, die Kultivierungskosten von

Mikroalgen zu senken, ist die Rückgewinnung von Nährstoffen aus Algenreststoffen, nach

einer vorangegangen stofflichen und energetischen Verwendung. So entwickelt zum Beispiel

das Fraunhofer-Institut geeignete Verfahren, um aus Gülle und Gärresten einer Biogasanlage

Nitrate und Phosphate in Form von Magnesiumammoniumphosphat (MAP) und

Ammoniumsulfat (AS) zu gewinnen [Fraunhofer IGB, 2013]. MAP kann zudem bei der

Abwasseraufbereitung gewonnen werden [Umweltbundesamt, 2007]. MAP ist dann eine P-

Quelle in Form von PO42-

und AS eine N-Quelle als NH4+ für die Mikroalgen.

3.2 Technische Grundlagen

Je nach gewünschtem Produkt und Rahmenbedingungen einer Kultivierung können

verschiedene Kultivierungssysteme gewählt werden. Zudem gibt es weitere Strategien, die

zum Einsatz kommen können. Diese werden nun im Folgenden dargestellt und erläutert.

Grundlagen

11

3.2.1 Kultivierung von Mikroalgen

Wie bereits erwähnt, können verschiedene Kultivierungsverfahren für Mikroalgen eingesetzt

werden. Sie unterscheiden sich in Form, Kultivierungsbedingungen, Größe und Produktziel

voneinander. Sie können in zwei Hauptsysteme unterteilt werden: in offene (Open Ponds) und

in geschlossene Systeme (Photobioreaktor). Im Folgenden werden beide dieser Systeme kurz

vorgestellt.

Open Ponds

Zu dem offenen System gehören sogenannte Open Ponds, bei denen die Kultivierung in

offenen Becken im Freien stattfindet. Hauptsächlich handelt es sich dabei um Raceway

Ponds. Die Algensuspension wird von Schaufelrädern in einem Becken durchmischt und in

eine kreisförmige Strömung versetzt wird. Bei einem anderen Open Pond Typ (inclined

system) fließt die Algensuspension von oben nach unten auf einer abfallenden Fläche in einen

Zwischenbehälter [Zitteli et al., 2013]. Von dort wird sie nach oben zurückgepumpt. Durch

diese Bewegungen entstehen Turbulenzen.

Da ein Austausch mit der Umwelt stattfindet, hat ein Open Pond eine erhöhte

Kontaminationsgefahr durch fremde Organismen und die Kultivierungsbedingungen können

sich wetterbedingt verändern. Durch die Verdunstung ist ein Wasserverlust gegeben, was

einen erhöhten Wasserverbrauch zur Folge hat. Aus diesen Gründen werden Mikroalgen mit

hohen Wachstumsraten und extremen Kultivierungsbedingungen verwendet, wie ein hoher

Salzgehalt oder hohes pH-Optimum [Meiser, 2004]. Zum Beispiel wird die Grünalge

Dunaliella salina unter halophilen Bedingungen kultiviert [Pulz, 2009]. Wegen ihrer geringen

Bau- und Investitionskosten ist dieser Art von Kultivierung dennoch gefragt und macht den

Hauptteil der Jahresproduktion bei Mikroalgen aus. Die erzielten Zelldichten liegen im

Abbildung 3.3: Open Pond der Firma Cyanotech [Nutraingredients, 2014]

Grundlagen

12

Bereich 0,3-0,5 g L-1

. Die Produktivität ist 0,05-0,1 g L-1

d-1

. [Pulz, 2001]. Ein Nachteil ist

jedoch der große Flächenverbrauch.

Photobioreaktoren

Zu dem geschlossenen System gehören verschiede Photobioreaktoren. Zu ihrer wichtigsten

Eigenschaft gehören lichtdurchlässige Reaktorwände. Sie werden meisten aus Glas oder aus

Plastik, wie zum Beispiel Acryl, gefertigt. Es existieren unterschiedliche Bauformen von

Photobioreaktoren. Die meisten davon sind Rohr-, Säulen-, Schlauch und Plattenreaktoren.

Die Vermischung der Algensuspension wird mit Hilfe von durch sie strömenden Gasblasen

(z. B. bei einem Airlift-Säulenreaktor) oder einer Pumpe (z. B. bei einem Rohrreaktor)

gewährleistet. [Zitteli et al., 2013].

Ein Vorteil der Photobioreaktoren sind die kontrollierten Kultivierungsbedingungen. Es

werden höhere Zelldichten und eine höhere Produktivität als bei Open Ponds erreicht. Die in

den Photobireaktoren erreichbaren Zelldichten liegen im Bereich von 3-15 g L-1

[Rösch und

Posten, 2012]. Es können bei Produktivitäten Werte von 0,69-1,6 g L-1

d-1

in Säulenreaktoren,

bis 1,5 g L-1

d-1

bei Rohrreaktoren und bis zu 3 g L-1

d-1

bei Plattenreaktoren erreicht werden

[Lee, 2001; Meiser, 2004]. Ein Nachteil sind die hohen Investitions- und Betriebskosten. Ein

weiterer Nachteil ist die inhomogene CO2-Versorgung, die mit der steigenden Rohrlänge (wie

es bei Rohrreaktoren der Fall ist) zunimmt.

3.2.2 Kultivierungsstrategien

Bei der Kultivierung von Mikroorganismen können verschiedene Strategien verwendet

werden. Die Entscheidung zur Auswahl einer Methode hängt vom Ziel der Kultivierung ab.

Im Folgenden werden drei typische Kultivierungsstrategien dargestellt.

Abbildung 3.4: links: Flatpanelreaktor [Fraunhofer IGB, 2013], mitte: Röhrenreaktor [ZDE, 2010], rechts:

Folienreaktor [NOVAgreen, 2014]

Grundlagen

13

Batch-Kultivierung

Bei einer Batch-Kultivierung findet das Wachstum von Mikroorganismen ohne zusätzliche

Zugabe des Substrats statt. Das Substrat wird mit der Kultivierungsdauer verbraucht und die

Biomassenkonzentration von Mikroorganismen und die Produktkonzentration nehmen zu. Die

Kultivierung ist abgeschlossen, wenn das Zellwachstum zum Erliegen kommt, weil entweder

das Substrat verbraucht ist oder es durch einen anderen Limitierungsfaktor (zum Beispiel

Licht) bewirkt wird [Pörtner, 2006]. Ein typischer Wachstumsverlauf einer Batch-

Kultivierung ist in Abbildung 3.5 dargestellt.

Abbildung 3.5: Ein typischer Wachstumsverlauf einer Batch-Kultivierung nach nach Meiser [2004]

Das Wachstum kann in verschiedene Phasen unterteilt werden. In der Phase I, Lag-Phase

genannt, findet kein Wachstum statt. Nach dem Animpfen stellen sich die Mikroorganismen

auf neue Kultivierungsbedingung im Bioreaktor ein. In der Phase II, exponentielle Phase

genannt, beginnt ein exponentielles Wachstum der Zellen. In dieser Phase gibt es keine

limitierenden Faktoren. Die benötigten Stoffe liegen im Überschuss vor. Wenn es um einen

phototrophen Organismus geht, ist nach Meiser [2004] diese Phase sehr kurz. In der nächsten

Phase verläuft das Wachstum linear. Der Grund dafür ist die zunehmende Zelldichte und die

damit verbundene Lichtlimitierung durch Verschattung. Dann beginnt eine Übergangsphase

IV. Hier nimmt die Wachstumsrate ab bis sie in der anschließenden Phase V, stationäre Phase

genannt, zum Erliegen kommt. Wenn die Nährstoffkonzentration weiter abnimmt oder die

Konzentration der toxischen Stoffwechselprodukte zunimmt, beginnt die letzte Phase VI,

Absterbephase genannt. In dieser Phase beginnen die Zellen zu zerfallen und

verstoffwechseln sich selbst [Hempel et al., 2012].

Grundlagen

14

Repeated-Batch-Kultivierung

Eine abgewandte Form der Batch-Kultivierung ist die Repeated-Batch-Kultivierung auch

semikontinuierliche Kultivierung genannt. Bei dieser Art der Kultivierung bleibt nach dem

Ernten in der stationären Phase ein Teil der Zellsuspension als Inokulum im Bioreaktor

zurück. Der Bioreaktor wird dann mit einem frischen Kulturmedium aufgefüllt und die

Kultivierung wird erneut gestartet. Ein Nachteil dieser Methode sind die undefinierten

Starbedingungen der zweiten Kultivierung. Es kann nicht ausgeschlossen werden, dass die

Rückstände aus der ersten Kultivierung Auswirkungen auf das Wachstum haben [Pörtner,

2006]. Eine andere Vorgehensweise einer semikontinuierlichen Kultivierung wird bei Kohl

und Nicklisch [1988] beschrieben. Hier erfolgt eine tägliche Verdünnung und Ernte einer

Batch-Kultur. Diese erfolgt mit einer konstanten Verdünnungsrate nach dem Chemostat- oder

Turbidostat-Prinzip. Somit wird ein Teil der Zellsuspension abgeerntet und mit dem frischen

Kulturmedium ersetzt. Nach einer Anpassungszeit wird sich ein Gleichgewicht zwischen dem

täglichen Biomassezuwachs und dem Biomasseverlust einstellen. Das führt zu einem

Sägezahnverlauf der Wachstumskurve.

Kontinuierliche Kultivierung

Bei einer kontinuierlichen Kultivierung ist der Kultivierungsverlauf anders. Zuerst verläuft

diese wie eine typische Batch-Kultivierung, bis die Substratkonzentration auf einen kritischen

Wert gesunken ist [Pörtner, 2006]. Ab hier wird dem Bioreaktor stetig ein frisches

Kulturmedium zugeführt. Parallel dazu werden mit gleichem Volumenstrom Zellen, nicht

umgesetzte Nährstoffe und entstandene Stoffwechselprodukte aus dem Bioreaktor abgeführt.

Über die kontrollierte Zugabe von Nährstoffen kann so die Wachstumsgeschwindigkeit von

Mikroorganismen reguliert werden. Um eine Ausdünnung der Zellsuspension zu verhindern,

muss darauf geachtet werden, dass die Zellauswaschung nicht größer ist als der maximale

Zuwachs ist. Somit wird der Volumenstrom durch den Bioreaktor durch die maximale

Wachstumsrate (organismenspezifisch) begrenzt [Hempel et al., 2012].

3.3 Nutzung von Mikroalgen

Mikroalgen können unterschiedlich genutzt werden. Viele Mikroalgen besitzen zum Beispiel

hochwertige Inhaltsstoffe. So dienen Mikroalgen als Quelle für Vitamine, Pigmente,

Polysaccharide, mehrfach ungesättigten Fettsäuren, Lipide und Proteine mit essenziellen

Aminosäuren [Spolaore et al., 2006; Sastre und Posten, 2010]. In Tabelle 3.3 sind einige

Mikroalgen mit den daraus gewonnenen Produkten und mit ihren Anwendungsbereichen

aufgelistet.

Grundlagen

15

Tabelle 3.3: Für Biotechnologie relevante Mikroalgen mit jeweiligem Anwendungsbereich der gewonnenen

Produkten und mit der dafür angewandten Kultivierungsmethode [Pulz und Gross, 2004]

Gruppe Art Produkt Anwendung Kultivierungssystem

Bacillariophyta

(Kieselalgen)

Odontella aurita Biomasse,

Phycocyanin

Arzneimittel,

Kosmetik,

Baby-Nahrung

Open-Ponds

Porphyridium

cruentum

Fettsäuren,

Lipide Nahrung, Kraftstoff Open-Ponds

Chlorophyta

(Grünalgen)

Chlorella

vulgaris Biomasse

Nahrungsergänzung

,

Futter-Ersatz-Stoff

Open-Ponds, Becken,

Rohrreaktoren

Dunaliella

salina

Carotinoide,

β-Carotin

Nahrungsergänzung

,

Futtermittel

Open-Ponds, Teiche

Haematococcus

pluvialis

Carotinoide,

Astaxanthin

Arzneimittel,

Futter-Zusatz-Stoff

Open-Ponds,

Photobioreaktoren

Isochrysis

galbana Fettsäuren tierische Ernährung Open-Ponds

Cyanobakterien

(Blaualgen)

Lyngbya

majuscule

immun-

modulierende

Stoffe

Arzneimittel,

Ernährung -

Spirulina

platensis

Biomasse,

Phycocyanin Kosmetik

Open-Ponds, natürliche

Seen

Rhodopyta

(Rotalgen)

Porphyridium

cruentum Polysaccharide

Arzneimittel,

Ernährung,

Kosmetik

Open-Ponds

Da die hochwertigen Inhaltsstoffe nur einen geringen Teil von Mikroalgen ausmachen, ist die

stoffliche Nutzung von Algenbiomasse sehr wichtig. Diese dient hauptsächlich als

Nahrungsergänzung in den Lebensmitteln. Der Grund dafür ist der hohe Anteil an Proteinen,

ungesättigten Fettsäuren und Vitaminen. Zusätzlich wurden gesundheitsfördernde

Eigenschaften der Mikroalgen nachgewiesen [Sastre und Posten, 2010]. Mikroalgenbiomasse

wird als Additiv in verschiedenen Futtermitteln für Tiere bzw. Fische eingesetzt. Besonders

ist deren Einsatz bei der Fischzucht verbreitet. Zum Beispiel werden Mikroalgen, wie

Chlorella, Tetraselmis, Scenedesmus und Thalassiosira, werden in Aquakulturen als

Fischfutter eingesetzt [Pulz und Gross, 2004]. Ein weiteres Nutzungsfeld ist die energetische

Verwendung von Mikroalgen. Biokraftstoffe wie Biodiesel, -ethanol, -methan oder -

wasserstoff können aus den Mikroalgen gewonnen werden. So sind Mikroalgen dank eines

höheren Öl-Gehalts im Vergleich zu den Kraftstoffpflanzen sehr interessant für die

Biodieselproduktion [Chisti, 2007]. Biogasanlagen gehören zum Stand der Technik und nach

Angaben des Fachverbands Biogas e.V. [2013] gab es im Jahre 2012 7512 solcher Anlagen in

Deutschland. Somit bietet es sich an, Mikroalgenbiomasse für Biogaserzeugung zu nutzen. Es

existieren bereits verschiedene Untersuchungen vom Biogaspotenzial der Mikroalgen. So

wurde zum Beispiel am IUE die Mikroalgenart Chlorella vulgaris fermentiert und ein

Material und Methoden

16

spezifischer Methanertrag von 475 ml CH4/g oTS unter thermophilen Temperaturen (55 °C)

ermittelt [Heerenklage et al., 2010].

Ein weiteres Anwendungsbeispiel von Mikroalgen ist die Abwasserreinigung. Zurzeit werden

die Kläranlagen aktiv belüftet, was enorme Kosten verursacht. Alternativ dazu können

Mikroalgen bei der Abwasserreinigung nützlich sein. Sie können dort als

Sauerstofflieferanten für Bakterien dienen und Nährstoffe aus dem Abwasser aufnehmen.

Dabei gehen Mikroalgen mit Bakterien in eine Symbiose und bilden sogenannte Algen-

Bakterien-Flocken [Gutzeit und Neis, 2007].

4 Material und Methoden

Alle Versuche der vorliegenden Arbeit liefen als eine Repeated-Batch-Kultivierung ab und

fanden in einem Airlift-Säulen-Reaktor-System statt. Vorkulturen mit Grünalgen wurden vom

Biozentrum Klein Flottbek und von der Algenanlage im Reitbrook nach Bedarf bereitgestellt.

Die Bestrahlungsintensität an der Reaktoroberfläche betrug 400 μmol m-2

s-1

mit einem Licht-

Dunkel-Wechsel von 16:8-Stunden. Bei allen Kulturmedien wurde ein N:P-Verhältnis von

7:1 über die ganze Kultivierungsdauer aufrechterhalten. Die CO2-Versorgung wurde mit

reinem CO2 durchgeführt. In diesem Kapitel werden Materialien und Methoden, die für die

Kultivierung von Mikroalgen in dieser Arbeit verwendet wurden, beschrieben und erläutert.


17

4.1 Material

Im folgenden Kapitel werden Geräte und Materialien, die für die Versuchsdurchführungen

relevant waren, beschrieben.

4.1.1 Geräte

An dieser Stelle wird eine Übersicht der verwendeten Geräte gegeben. Hiebei ist der

Einsatzbereich dem jeweiligen Gerät zugeordnet, bei dem sie im Rahmen der

Kultivierungsversuche eingesetzt wurden. In Tabelle 4.1 sind diese dargestellt.

Tabelle 4.1: Übersicht der verwendeten Geräte und deren Einsatzbereiche

Gerät Einsatzbereich

Airlift-Säulen-Reaktor-System Kultivierung

Halogenmetalldampflampen (Osram, HQI-TS 400 W) Beleuchtung

Schwebekörper Durchflussmesser (KOBOLD, KFR-2114 NO) CO2-Zufuhr

CO2-Gas (Reinheit von 99,995) CO2-Versorgung

Schwebekörper Durchflussmesser (KOBOLD, KFR-2115 NO) Luft-Zufuhr

Kälte-Umwälzthermostate (JULABO, F12) Kühlung

pH-Sonde (Mettler Toledo, InLab Reach 300mm) pH-Messung

Digitalthermometer mit PT 100 ( Greisinger, GTH 1160) Temperaturmessung

PAR-Sensor (LI-COR Biosciences, LI-190 Sensor ) PAR-Messung

Zentrifuge (Heraeus, Varifuge F) Vorkultur

Analysenwaage ( Sartorius, A120 S) BTM, Kulturmedium

Laborwaage ( Sartorius, BL 1500 S) Kulturmedium

Infrarot-Feuchtemessgerät (Sartorius, MA 100) BTM

Glasfaserfilter ( Whatman, GF/C Ø 47mm) BTM

Vakuumpumpe (KNF Neuberger, Typ: N 035 AN.18) BTM

Trockenschrank (WTB Binder,FD 400) BTM

Spektralphotometer (Hach Lange, DR 3900) OD, Nährstoffe

Küvetten-Tests (Hach Lange: LCK 340, LCK 049, LCK 238) Nährstoffe

Spritzenvorsatzfilter (Sartorius, Minisart® high flow 16555 Q) Nährstoffe

Thermostat (Hach Lange, HT 200 S) Nährstoffe

Siebturm (Retsch, Vibro) Nährstoffe


18

4.1.2 Versuchsanlage

Als Versuchsanlage diente ein Airlift-Säulen-Reaktor-System (ASRS), welches aus vier

Acrylreaktoren und den dazugehörigen Peripheriegeräten besteht. Das ASRS ist in Abbildung

4.1 dargestellt.

Abbildung 4.1: Links das verwendete ASRS mit vier Säulen-Reaktoren und einer Schlauchkühlung im unteren

Bereich der Säulen, rechts eine Seitenansicht auf das ASRS und die davor aufgestellten Lampen

Das Reaktorvolumen pro Reaktor beträgt 9,5 L, aktiv werden davon 8 L benutzt. Jeder

Reaktor wird von unten über zwei Diffusoren einmal mit Druckluft und einmal mit reinem

CO2 begast. Die Druckluft-Begasung, mit einem ringförmig am Reaktorboden angebrachten

Diffusor, sorgt für eine Durchmischung der Algensuspension und soll ein Biofouling

verhindern. Für die CO2-Begasung ist der Diffusor mittig am Boden des Reaktors angebracht.

So wird gewährleistet, dass das CO2 sich optimal im Kulturmedium verteilt und die

Mikroalgen ausreichend mit CO2 versorgt sind. Die pH-Regulierung wird über CO2-Zufuhr

durchgeführt. Bei einer pH-Abweichung aus dem optimalen pH-Bereich wird der CO2-

Volumenstrom entsprechend verändert. Die beiden Begasungsarten werden manuell jeweils

mit einem Schwebekörper-Durchflussmesser (KOBOLD) reguliert. Durch den Reaktordeckel

ist ein 30 cm langer Schlauch in das Reaktorinnere eingelassen. Über diesen Schlauch wird

eine Probennahme durchgeführt. Am Deckel befinden sich auch eine pH-Sonde (Mettler

Toledo) und ein Abluftschlauch mit einer Schaumfalle. Die pH-Sonde ist an ein Mess- und

Regelungsgerät angeschlossen. An diesem wird der pH-Wert abgelesen und die pH-

Kalibrierung durchgeführt. Über die Öffnung der pH-Sonden werden bei Bedarf die


19

Nährstoffe zugeführt. Vor den Reaktoren, in einer Entfernung von 68 cm, sind drei

übereinander angebrachte Metalldampflampen (Osram) aufgestellt. Deren PAR-Strahlung

reicht aus dieser Entfernung für 400 μmol m-2

s-1

, die an der Reaktoroberfläche ankommen.

Im unteren Bereich der Reaktoren ist eine Wasserkühlung angebracht. Über ein Kühlaggregat

(JULABO) wird die Reaktortemperatur reguliert.

4.1.3 Vorkultur

Zum Animpfen der Reaktoren wurde eine Vorkultur vom Biozentrum Klein Flottbek

bereitgestellt. In diesem Biozentrum existiert eine Algensammlung, aus der die Algen der

Gattungen Chlorella und Scenedesmus entnommen und vor Ort unter sterilen Bedingungen

auf 5 L aufgezogen wurden. Alternativ wurde eine Kultur aus der Algenanlage Reitbrook

verwendet. Hierbei handelte es sich um eine Mischkultur. Unter dem Mikroskop konnten

Algen der Gattungen Chlorella, Scenedesmus und Chlamydomonas festgestellt werden. Die

Vorkultur wird zuerst von den Makro- und Mikroelementen des Ausgangsmediums befreit,

damit die Kultivierung mit einem neuen Kulturmedium gestartet werden kann. Die

Algensuspension wird dabei bei 2000 U/min für 5 min zentrifugiert. Der Überstand wird

verworfen und das Pellet im Leitungswasser gelöst. Dieser Vorgang wird noch einmal

wiederholt. Anschließend werden die abzentrifugierten Algen mit Leitungswasser vermengt.

Jetzt sollte die Vorkultur ohne Makro- und Mikroelemente vorliegen. Zur Kontrolle wird eine

aus der vorbehandelten Vorkultur entnommene Probe auf Phosphate und Nitrate untersucht.

4.1.4 Kulturmedien

Da in dieser Arbeit hauptsächlich mit einer Mischkultur aus mehreren Mikroalgen gearbeitet

wird, bietet sich es an, ein N:P-Verhältnis zu nehmen, das im mittleren Bereich von allen

anderen Verhältnissen aus den Kulturmedien in Tabelle 3.1 liegt. So wurde ein N:P-

Verhältnis von 7:1 gewählt. Dieses entspricht einer NO3--Konzentration von 1000 mg/L und

einer PO42-

-Konzentration von 100 mg/L. Diese Sollkonzentration von PO42-

und NO3- wurde

für die ganze Versuchsdauer aufrecht gehalten. Dafür wurde jeden zweiten Tag eine

Nährstoffbestimmung von NO3- und PO4

2- durchgeführt. Die gemessene

Nährstoffkonzentration wurde durch eine entsprechende Zugabe von Nährstoffen angepasst.

Bei der Auswahl geeigneter Mikroelemente war die Vorgehensweise die gleiche, wie sie oben

beschrieben worden ist. Die Mikroelemente wurden beim Ansetzen und nach einer Ernte

eines Versuchs zugeführt. Die Anfangskonzentrationen und die Zusammensetzung der

Mikroelemente variierten je nach Kulturmedium. In Tabelle 4.2 sind die verwendeten

Nährmedien mit deren Makro- und Mikroelementen aufgelistet.


20

Tabelle 4.2: Übersicht über die Zusammensetzung aller verwendeten Kulturmedien

Kulturmedium KM 1 KM 2 KM 3 KM 4 KM 5 KM 6

Makroelemente mg/L Element liegt vor als

N 235,13 225,83 234,85 - 225,83 KNO3

- - - 225,78 - 225,78 AS

P

- 32,72 - 32,44 32,72 KH2PO4

35,35 - - - - P2O5 aus Ferty 2

- - 32,57 - - 32,61 MAP

K

- 671,67 - - 671,67 - KH2PO4+ KNO3

767,70 - - - - - K2O aus Ferty 2 + KNO3

- - - 40,95 - - KH2PO4

- - 614,41 - - - KNO3

S

- - - - 39,05 - MgSO4 • 7H2O

- 0,024 0,024 - - - siehe Mikroelemente

- - - 258,44 - 258,44 (NH4)2SO4

Mg

- - - 29,58 29,58 - MgSO4 • 7H2O

16,28 - - - - - MgO aus Ferty 2

- - 25,56 - - 25,59 NH4MgPO4

Ca

- - - - - CaCl2 • 6H2O

- - - 200,22 - 202,22 CaCO3

- - - - - CaCl2

38,00 38,00 38,00 38,00 38,00 38,00 Leitungswasser

Cl

- - - - - - CaCl2 • 6H2O

- - - - - - CaCl3

- - - 0,63 0,63 0,63 MnCl2 • 2H2O+ FeCl3 • 6H2O

Mikroelemente mg/L Element liegt vor als

Zn - 0,0230 0,0230 0,0230 0,0230 0,0230 ZnSO4 • 7H2O

0,0540 - - - - - Chelat von EDTA

Cu 0,0320 - - - - - Chelat von EDTA

- 0,0030 0,0030 0,0030 0,0030 0,0030 CuSO4 • 5H2O

Co - - - - - - Co(NO3)2 • 6H2O

- 0,0210 0,0210 0,0210 0,0210 0,0210 CoSO4 • 7H2O

Mn 0,4320 - - - - - Chelat von EDTA

- 0,1360 0,1700 0,1700 0,1700 0,1700 MnCl2 • 2H2O

Fe

0,8270 0,8270 0,8270 0,8270 FeCl3 • 6H2O

2,1600 - - - - - Chelat von DPTA

- 1,9670 - - - - FeCl3 • 6H2O+ C6H5FeO7

B - - 0,0090 0,0090 0,0090 0,0090 H3BO3

0,1890 - - - - - Ferty 2

Mo 0,0650 - - - - - Ferty 2

- 0,0400 0,0400 0,0400 0,0400 0,0400 Na2MoO4 • 2H2O

Im Folgenden sind einzelne Kulturmedien zusätzlich erläutert.

Kulturmedium 1

Kulturmedium 1 (KM1) bestand aus zwei Komponenten, aus Ferty Basisdünger 2 (Ferty 2)

und aus KNO3. Ferty 2 wird als Düngermittel bei den Pflanzen eingesetzt und dient als ein

äquivalenter Ersatz für das Flory 1 aus dem Kapitel 3.1.3. Für KM1 lieferte er die benötigten

Spurenelemente und diente als Phosphorquelle. P liegt dabei in Form von P2O5 vor. Der

Hauptlieferant des Stickstoffs im KM1 war KNO3. In Tabelle 4.2 sind die einzelnen Makro-


21

und Mikroelemente dieses Kulturmediums aufgelistet. Die Zusammensetzung von Ferty 2

basiert auf den Herstellerangaben (Planta Düngemittel GmbH, siehe Anhang ). Die berechnete

Anfangskonzentration aller Elemente basiert auf den Einwaagen von Ferty 2 und KNO3 am

Versuchsbeginn. Durch die regelmäßige Zugabe von Ferty 2 wurde die Konzentration von

Mikroelementen im Versuchsverlauf gesteigert.

Kulturmedium 2

Im Kulturmedium 2 (KM2) wurden N und P in Form von KNO3 und KH2PO4 eingesetzt. Die

Zusammensetzung der Mikroelemente basierte auf der Arbeit von Pohl et al. [1986]. In

Tabelle 4.2 sind die einzelnen Makro- und Mikroelemente dieses Kulturmediums aufgelistet.

Kulturmedium 3

Beim Kulturmedium 3 (KM3) war die Nitratquelle KNO3 und die Phosphatquelle MAP,

deren chemische Formel MgNH4PO4 lautet.

In Tabelle 4.2 sind die einzelnen Makro- und Mikroelemente dieses Kulturmediums

aufgelistet. MAP musste vor seinem Einsatz vorbehandelt werden. Grund dafür war, dass

dieser in Form einer MPA-haltigen Ablagerung aus der Abwasserreinigung von den Berliner

Wasserwerken bereitgestellt wurde. Bei der Vorbehandlung wurde folgendermaßen

vorgegangen: Zuerst wurde die Ablagerung bei 42°C getrocknet und dann in einem Siebturm

gesiebt. Die so gewonnene feinste (0,63 mm) Fraktion wurde in der Essigsäure (CH3COOH)

(1 M) gelöst. Jetzt konnte MAP mit der Natronlauge (NaOH) (1 M) ausgefällt werden. Nach

einer anschließenden Trocknung bei 42°C war das MAP einsatzbereit. Da MAP nicht

wasserlöslich ist, wurde vorbehandelter MAP in Zitronensäure (C6H8O7) gelöst.

Kulturmedium 4

Beim Kulturmedium 4 (KM4) war AS, deren chemische Formel (NH4)2SO4 lautet, die N-

Quelle und KH2PO4 die Phosphatquelle. Als Puffer wurde CaCO3 nach Bedarf zugeführt.

Anfangs stammen die Mikroelemente aus einer unbehandelten Vorkultur aus der Algenanlage

Reitbrook. Später wurden die Spurenelemente und deren Konzentration aus dem KM5

übernommen. In Tabelle 4.2 sind die einzelnen Makroelemente dieses Kulturmediums

aufgelistet.


22

Kulturmedium 5

Beim Kulturmedium 5 (KM5) war KNO3 die Nitratquelle und KH2PO4 die Phosphatquelle.

Seine Zusammensetzung und die Konzentration der Mikroelemente wurden aufgrund eines

Vergleichs von bekannten Kulturmedien (siehe Tabelle 3.2) erstellt. In Tabelle 4.2 sind die

einzelnen Makro- und Mikroelemente dieses Kulturmediums aufgelistet.

Kulturmedium 6

Beim Kulturmedium 6 (KM6) war AS die Nitratquelle und MAP die Phosphatquelle. Als

Puffer wurde CaCO3 nach Bedarf zugeführt. Die Mikroelemente und deren Konzentration

wurden aus dem KM5 übernommen. In Tabelle 4.2 sind die einzelnen Makro- und

Mikroelemente dieses Kulturmediums aufgelistet.

4.2 Methoden

In diesem Kapitel werden die analytischen Methoden aller Versuchsreihen beschrieben. Mit

diesen Parametern wurde jeder Versuch überwacht und reguliert. In Tabelle 4.3 sind die

einzelnen Methoden und Prozessparameter aufgelistet.

Tabelle 4.3: Übersicht über die analytischen Methoden und erfassten Prozessparametern

Analytik/Parameter Zeitintervalle x-Bestimmung

BTM 1x Tag 1-fach

OD 1x Tag 2-fach

NO3- 1x 2 Tage 1-fach

PO42-

1x 2 Tage 1-fach

Temperaturmessung 1x Tag -

pH-Messung 1x Tag -

Antischaummittel nach Bedarf (max. 2 ml) -

4.2.1 Bestimmung der Biotrockenmassenkonzentration

Zwei unterschiedliche Methoden wurden zur Bestimmung der Biotrockenmasse (BTM)

herangezogen. Bei einer wurde die Biotrockenmasse (BTM) direkt bestimmt. Bei der zweiten

wurde zuerst eine optische Dichte gemessen und dann auf BTM umgerechnet.

Bestimmung der Biotrockenmasse

Zur Bestimmung der BTM wurde ein Glasfaserfilter (Whatman, CF/C) verwendet. Dank

seiner Struktur werden keine Salze im Filter akkumuliert. Es wurde im Infrarot-

Feuchtemessgerät (Sartorius, MA 100) getrocknet und gewogen. Dann wurde eine definierte

Menge der Algensuspension auf den Filter aufgetragen und mittels einer Vakuumpumpe

abgesaugt. Der Filter mit den Algen wurde mit dem demineralisierten Wasser einmal gespült


23

und in einem Wärmeschrank (Heraeus Instruments, Hanau) bei 105°C bis zur

Gewichtskonstanz getrocknet. Nach dem Zurückwiegen ergibt sich die BTM,

B -

(4.1)

mit

BTM := Biotrockenmasse-Gehalt der Probe [g/L]

mleer := Leergewicht des Filters [g]

Vfeucht := Volumen der Probe [L]

mtrocken := getrocknetes Filtergewicht mit der Probe [g],

aus der Differenz vom getrockneten Filtergewicht mit der Probe und dem Leergewicht des

Filters geteilt durch das Probenvolumen.

Messung der optischen Dichte

Die Optische Dichte (OD) oder Extinktion wurde mittels eines Spektralphotometers (DR

3900, Hach Lange) gegen demineralisiertes Wasser bestimmt. Die verwendete Wellenlänge

betrug 750 nm, was im Absorptionsbereich eines aktiven Chlorophylls liegt. Die OD ist

abhängig von der Konzentration der absorbierenden Substanz. So ist es möglich, einen

Korrelationsfaktor zwischen OD und BTM zu erstellen. Diese Korrelation besteht nur bei den

Extinktionswerten im Bereich 0,1 - 0,4. Dementsprechend wurden zu untersuchende Proben

ab einem OD-Wert von 0,4 verdünnt. Dann wurden die OD-Werte, multipliziert mit dem

Verdünnungsfaktor, gegen die BTM der Proben in einem Graphen aufgetragen. Die Steigung

der so entstandenen Gerade ist der gesuchte Korrelationsfaktor. Um den Messfehler gering zu

halten, wurde eine Doppelbestimmung durchgeführt. Anschließend kann die BTM berechnet

werden. Dabei ergibt sich BTM,

(4.2)

mit

BTMOD := berechnete BTM auf Grund der OD-Messung [g L-1

]

K := Korrelationsfaktor [g L-1

OD-1

]

OD750 := gemessene OD-Wert [OD]

VF := Verdünnungsfaktor bei einer OD-Messung,

aus der Multiplikation von dem Korrelationsfaktor mit dem OD-Wert und dem

Verdünnungsfaktor.

Wenn die über OD berechnete BTM im Versuchsverlauf von der mitgemessenen BTM

abweicht, wird ein neuer Korrelationsfaktor für diesen Zeitraum bestimmt. Ein Grund für die


24

entstandene Abweichung liegt in der Veränderung der Algengemeinschaft in einer

Mischkultur.

In Abbildung 4.2 sind einzelne Schritte bei der BTM-Bestimmung und OD-Messung

dargestellt.

Abbildung 4.2: BTM-Bestimmung mit einer Vakuumpumpe (links), OD-Messung (Mitte und rechts)

4.2.2 Nährstoffbestimmung

Die Konzentrationen der im Kulturmedium gelösten PO42-

und NO3- wurden jeden zweiten

Tag gemessen. Die Messung erfolgte mittels eines Spektralphotometers (DR3900, Hach

Lange) und eines, dem jeweiligen Nährstoff entsprechenden Küvettentests (Hach Lange,

LCK 049, LCK 340, LCK 238). Bei dieser PO42-

-Bestimmung (LCK 049) bilden die PO4-

Ionen mit Vanadaten und Molybdaten einen gelben Farbkomplex, der dann photometrisch

erfasst wird. Bei der NO3--Bestimmung (LCK 340) reagieren die NO3-Ionen in einer

schwefel- und phosphorsauren Lösung mit 2.6-Dimethylphenol zu 4-Nitro-2.6-

dimethylphenol. Bei den Kulturmedien 4 und 5 war eine direkte NO3--Bestimmung nicht

möglich. Deswegen wurde zuerst der Gesamt-Stickstoff (LCK 238) bestimmt und danach in

die NO3-Ionen-Konzentration umgerechnet. Die Durchführung aller Küvettentests erfolgte

nach der Anleitung des Herstellers. Vorher wurden Proben mittels eines Spritzenvorsatzfilters

(Sartorius, Minisart® high flow 16555 Q) abfiltriert und entsprechend dem Messbereich der

Küvettentests verdünnt.


25

4.3 Wachstumskurve und Produktivität

Die berechneten BTM-Werte aus den OD-Messungen wurden gegen die Zeit der

Versuchsdauer aufgetragen. Der so entstandene Kurvenverlauf zeigt eine Wachstumskurve

der kultivierten Mikroalgen. Produktivität beschreibt die Zunahme der BTM zwischen den

täglichen Messungen. Somit ergibt sich Produktivität,

(4.3)

mit

P := berechnete Produktivität [g L-1

d-1

]

BTMn := berechnete BTM am n-Tag [g L-1

]

BTMn-1 := berechnete BTM am n-1-Tag [g L-1

]

tn := Zeitangabe des n-Tages [d]

tn-1 := Zeitangabe des n-1-Tages [d],

aus der Differenz des berechneten BTM zweier Tage, geteilt durch das Zeitintervall dieser

beiden Tage.

4.4 Versuchsdurchführung

Um die Auswirkungen der unterschiedlichen Phosphat- und Stickstoffquellen in den

Nährmedien auf das Wachstum von Mikroalgen zu prüfen, wurden fünf Versuchsreihen mit

sechs verschiedenen Nährmedien im ASRS durchgeführt. In jeder Versuchsreihe wurden zwei

Kulturmedien in je zwei Reaktoren parallel zu einander getestet, als eine Doppelbestimmung.

Um die Versuchsergebnisse zu prüfen und einen Erntevorgang mit anschließendem Neustart

zu simulieren, wurden alle Versuche in einer Repeated-Batch-Kultivierung (siehe Kap.3.2.2)

durchgeführt. Die Ernte erfolgte, nachdem die Mikroalgen ihre stationäre Phase erreicht

hatten. Phase 1 der Kultivierung ist somit beendet. Ein Teil der abgeernteten Algenbiomasse

wurde für das erneute Animpfen verwendet. Die Nährstoffe wurden dann in Soll-

Konzentrationen wieder von den jeweiligen Kulturmedien zugeführt. Somit begann die zweite

Phase eines Versuches und dauerte, bis die stationäre Phase erneut erreicht wurde. Im Laufe

der Versuche wurde die Versuchsdurchführung gemäß den neuen Erkenntnissen angepasst

und verändert. Diese Veränderungen werden zu jedem Versuch explizit erläutert. So ist eine

endgültige Versuchsanweisung entstanden. Sie wird im Folgenden beschrieben.

Ein Versuch wird mit einer festgelegten Biomassenkonzentration und mit einer

Sollkonzentration an Nährstoffen (siehe Kapitel 4.1.4) gestartet. Der Luftvolumenstrom ist für

die Versuchsdauer auf 3 L min-1

eingestellt, was 0,375 vvm entspricht. Die CO2-Zufuhr wird

mit 0,1 L min-1

(0,0125 vvm) gestartet. Beim Start wird die Vorkultur zuerst vorbehandelt,

wie es im Kapitel 4.1.3 beschrieben ist. Auf den Einsatz von dem. Wasser wurde an dieser


26

Stelle verzichtet, um die Kultivierungsbedingungen in der Pilotanlage Reitbrook

nachzuempfinden. Danach wird ein Kulturmedium in einem Becherglas angesetzt (siehe

Kapitel 4.1.4). Die Reaktoren werden anfangs mit 5 L Leitungswasser befüllt. Danach werden

das Kulturmedium und die definierte Menge an Vorkultur in den Reaktor überführt.

Anschließend wird der Reaktor auf 8 L aufgefüllt. Dann wird die Begasung von Luft und CO2

auf den vorgesehenen Volumenstrom eingestellt. Der Reaktordeckel wird befestigt und die

vorher kalibrierte pH-Sonde darauf gesteckt. Der Abluftschlauch wird angeschlossen und die

Lampen werden angeschaltet. Im Verlaufe des Versuchs wird ein Licht-Dunkel-Wechsel von

16:8 Stunden eingehalten. Am ersten Tag wird nur eine Lampe eingeschaltet, danach sind alle

drei Lampen an. Es wird eine erste Probe (40 mL) genommen und die erste OD-Messung, TS-

und Nährstoffbestimmung durchgeführt.

Die OD und TS werden im Versuchsverlauf täglich gemessen. Die Nährstoffe werden jeden

zweiten Tag bestimmt und gegebenenfalls auf die festgelegte Sollkonzentration zugeführt.

Aus dem Reaktor verdunstetes Wasser und Volumen der entnommenen Proben werden

entsprechend wieder auf die 8 L aufgefüllt. Die pH-Werte und die Temperatur der

Reaktorflüssigkeit werden täglich abgelesen. Über die CO2-Zufuhr (max. 0,5 L min-1

) wird

der pH-Wert entsprechend reguliert, wenn er den optimalen pH-Bereich verlässt. Bei einer

starken Schaumbildung wird ein 1:10 verdünntes Antischaummittel (Wacker Silicones,

Silfoam SD 882) zugefügt. Durch die Kühlung wird verhindert, dass die Temperatur über

30°C steigt. Nachdem die stationäre Phase der Kultivierung erreicht ist, wird zur Kontrolle

die Kultivierung unter gleichen Versuchsbedingungen wiederholt. Dies entspricht einer

Repeated-Batch-Kultivierung (siehe Kapitel 3.2.2).Dabei wird die Kultur aus dem Reaktor

abgeerntet und gleich als neue Vorkultur angeimpft. Die Vorgehensweise bleibt die gleiche.

In Tabelle 4.4 sind alle durchgeführten Versuchsreihen mit ihren Voraussetzungen und Zielen

aufgelistet. Anschließend werden diese näher erläutert.

Tabelle 4.4: Übersicht von durchgeführten Versuchsreihen

Versuchsreihe Kulturmedium Mikroalgenkultur Ziel

I KM1 Chlorella vulgaris

Scenedesmus obliquus

Wachstumsverhalten von zwei

Mikroalgenarten unter dem Einsatz von

KM1

II KM1, KM2 Mischkultur Wachstumsverhalten von Mikroalgen unter

dem Einsatz von KM1 und KM2

III KM3, KM4 Mischkultur Wachstumsverhalten von Mikroalgen unter


IV KM3, KM4 Mischkultur Wachstumsverhalten von Mikroalgen unter


V KM5, KM6, KM3,

KM4 Mischkultur

Wachstumsverhalten von Mikroalgen unter

dem Einsatz von KM5, KM6, KM3 und

KM4


27

4.4.1 Versuchsreihe I

Das Ziel dieser Versuchsreihe war es, zwei Mikroalgenspezies, Chlorella vulgaris und

Scenedesmus obliquus, im Vergleich zueinander in einer Doppelbestimmung (je zwei

Reaktoren pro Mikroalge) mit KM1 zu kultivieren. Die beiden Vorkulturen stammen aus dem

Biozentrum Klein Flottbek und wurden unbehandelt verwendet. Eine Wasserkühlung wurde

nach Bedarf eingesetzt. Die Versuchsbedingungen sind in Tabelle 4.5 dargestellt.

Tabelle 4.5: Prozessparameter bei der Versuchsreihe I

Prozessparameter R1 R2 R3 R4

Volumenstrom Luft 3 L min

-1

CO2 0,1 L min-1

Einwaagen auf 8 L KNO3 12,67 g

Ferty 2 4,3 g

Temperaturbereich [°C] ohne Kühlung 31,1 ± 1,0 31,3 ± 0,5 31,4 ± 0,6 31,6 ± 0,7

mit Kühlung 27,6 ± 1,5 27,5 ± 1,1 27,8 ± 1,7 27,7 ± 1,2

pH-Bereich [pH] 7,3 ± 0,19 7,40 ± 0,81 6,74 ± 0,35 7,13 ± 0,30

4.4.2 Versuchsreihe II

Bei dieser Versuchsreihe wurden KM1 und KM2 miteinander verglichen. Die Kultivierung

erfolgte als eine Doppelbestimmung (je zwei Reaktoren pro ein Kulturmedium).Als

Impfmaterial diente eine unbehandelte Mischkultur aus der Algenanlage im Reitbrook. Die

Versuchsbedingungen sind in Tabelle 4.6 dargestellt.

Tabelle 4.6: Prozessparameter bei der Versuchsreihe II



-1

CO2 0,1 L min-1

Einwaagen auf 8 L

KNO3 12,67 g 12,67 g - -

Ferty 2 4,3 g 4,3 g - -

KNO3 - - 13,06 g 13,06 g

KH2PO4 - - 1,16 g 1,16 g

Temperaturbereich [°C] 28,4 ± 2,4 28,2 ± 2,4 29,2 ± 2,7 29,0 ± 2,4

pH-Bereich [pH] 7,19 ± 0,35 7,13 ± 0,4 6,98 ± 0,56 7,10 ± 0,48

4.4.3 Versuchsreihe III

Das Vorhaben dieser Versuchsreihe war es, eine Einschätzung von MAP im KM3 und AS im

KM4 zu geben und gegebenenfalls einen Vergleich zwischen den beiden Kulturmedien

herzustellen. Die Kultivierung erfolgte als eine Doppelbestimmung (je zwei Reaktoren pro ein

Kulturmedium).Als Impfmaterial diente eine unbehandelte Mischkultur aus der Algenanlage

im Reitbrook. Es wurden keine Mikroelemente zugeführt. Die Versuchsbedingungen sind in

Tabelle 4.7 dargestellt.


28

Tabelle 4.7:Prozessparameter bei der Versuchsreihe III



-1

CO2 0,1 L min-1

Einwaagen auf 8 L

KNO3 12,71 g 12,71 g - -

MAP 38,6 ml 38,6 ml - -

AS - - 8,52 g 8,52 g

KH2PO4 - - 1,14 g 1,14 g


pH-Bereich [pH] 7,06 ± 0,95 6,95 ± 1,04 5,24 ± 1,31 4,96 ± 1,60

4.4.4 Versuchsreihe IV

Bei dieser Versuchsreihe wurde die Versuchsreihe III wiederholt. Diesmal wurde ein Puffer

(CaCO3) beim KM4 verwendet. Die Kultivierung erfolgte als eine Doppelbestimmung je zwei

Reaktoren pro ein Kulturmedium. Als Impfmaterial diente eine unbehandelte Mischkultur aus

der Algenanlage im Reitbrook. Es wurden keine Mikroelemente zugeführt. Die


Tabelle 4.8:Prozessparameter bei der Versuchsreihe IV



-1

CO2 0,1 L min-1

Einwaagen auf 8 L

KNO3 12,71 g 12,71 g - -

MAP 38,6 ml 38,6 ml - -

AS - - 8,52 g 8,52 g

KH2PO4 - - 1,14 g 1,14 g

CaCO3 - - 4 g 4 g


pH-Bereich [pH] 6,93 ± 0,17 6,60 ± 0,15 6,55 ± 0,21 6,46 ± 0,24

4.4.5 Versuchsreihe V

Das Ziel dieser Versuchsreihe war, zunächst eine Überprüfung der ausgewählten

Mikroelemente und deren Konzentrationen im KM5 durchzuführen. Parallel wurde KM6 aus

MAP und AS getestet. Die Kultivierung erfolgte als eine Doppelbestimmung (je zwei

Reaktoren pro ein Kulturmedium). Als Impfmaterial diente eine vorbehandelte Vorkultur. Die

Mikroelemente wurden von KM5 übernommen. Die Mischkultur entstammte aus der

Algenanlage im Reitbrook. Die Versuchsbedingungen sind in Tabelle 4.9 dargestellt. Wegen

eines defekten Thermofühlers konnte keine Temperatur im Teil 1 dieses Versuches gemessen

werden.


29

Tabelle 4.9:Prozessparameter bei der Versuchsreihe V (Teil 1)



-1

CO2 0,1 L min-1

Einwaagen auf 8 L

KNO3 13,04 g 13,04 g - -

KH2PO4 1,15 g 1,15 g - -

AS - - 8,52 g 8,52 g

MAP - - 38,6 ml 38,6 ml

CaCO3 - - 4 g 4 g

Temperaturbereich [°C] - - - -

pH-Bereich [pH] 6,85 ± 0,26 6,79 ± 0,24 6,14 ± 0,75 6,19 ± 0,26

Nach dem Ernten und bei erneutem Animpfen wurden einige Änderungen vorgenommen. So

wurde mit KM3, KM4 und KM5 in einer einfachen Bestimmung (je einer Reaktor) kultiviert.

Im Gegensatz zur Versuchsreihen III und IV wurden ME aus dem KM5 zu den KM3 und

KM4 zugeführt. In KM5 (R2) wurde die 2-fache Konzentration an ME getestet. Die


Tabelle 4.10:Prozessparameter bei der Versuchsreihe V (Teil 2)



-1

CO2 0,1 L min-1

Einwaagen auf 8 L

KNO3 13,04 g 13,04 g - -

KH2PO4 1,15 g 1,15 g - -

AS - - 8,52 g 8,52 g

MAP - - 38,6 ml 38,6 ml

CaCO3 - - 4 g 4 g


pH-Bereich [pH] 6,92 ± 0,19 6,83 ± 0,27 6,75 ± 0,32 5,76 ± 0,89

Darstellung und Auswertung der Ergebnisse

30

5 Darstellung und Auswertung der Ergebnisse

In diesem Kapitel sind die Ergebnisse der durchgeführten Versuchsreihen dargestellt und je

nach Fragestellung ausgewertet. Bei der Darstellung der Wachstumskurve wird die berechnete

BTM gegen die Prozesszeit aufgetragen. Somit kann ermittelt werden, ob der

Wachstumsverlauf ohne Auffälligkeiten verlaufen ist. Bei den Produktivitätskurven wird die

Produktivität gegen die berechneten BTM aufgetragen. Die maximal erreichte Produktivität

gibt an, bei welcher BTM noch keine Lichtlimitierung aufgetreten war und die

Kultivierungsbedingungen optimal waren.

5.1 Versuchsreihe I

In dieser Versuchsreihe wurde das Wachstum zweier Mikroalgenspezies, Chlorella vulgaris

(R1+R3) und Scenedesmus obliquus (R2+R4), unter Verwendung von KM1 (Ferty 2 + KNO3)

untersucht und miteinander verglichen. In Abbildung 5.1 sind die aufgenommenen

Wachstumskurven im Vergleich zueinander dargestellt.

Abbildung 5.1: Wachstumskurven von Chlorella vulgaris und Scenedesmus obliquus mit KM 1 in der

Versuchsreihe I (Messfehler der berechneten BTM wurden durch parallel dazu gemessene BTM ersetzt und im

Graphen mit einem Symbol(X) gekennzeichnet)

Nach Tag 1 kommt es zu einem Einbrechen des Wachstums bei Chlorella vulgaris. Von den

zuvor erreichten 0,74 g L-1

sinkt die BTM auf 0,36 g L-1

(Tag 3). Im Gegensatz dazu bricht

das Wachstum bei Scenedesmus obliquus nicht ein. Am Tag 3 betrug die BTM 1,87 g L-1

.

Grund für unterschiedliches Wachstumsverhalten ist eindeutig die zu hohe Temperatur. Durch

die Wärmestrahlung der drei Lampen der Versuchsanlage kam es zu einem Temperaturanstieg

in allen vier Reaktoren (R1-R4) auf über 30°C (siehe Tabelle 4.5). Die maximal gemessene

Temperatur betrug 32,4°C (R4). Damit die Kultivierungstemperatur auf unter 30°C sinkt,

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

4

0 1 2 3 4 5 6 7 8

BT

MO

D [

gL

-1]

Prozesszeit [d]

Chlorella vulgaris Scenedesmus obliquus


31

wurde mit einer Wasserkühlung ab dem dritten Versuchstag (Tag 3) gekühlt.

Erwartungsgemäß sank die Temperatur in den Reaktoren (R1-R4) unter 30°C (siehe Tabelle

4.5). Ab diesem Zeitpunkt zeigte die Wachstumskurve von dir Chlorella vulgaris einen

linearen Anstieg. Nach einer Anpassungsphase an die neue Temperatur steigt die

Wachstumskurve von Scenedesmus obliquus linear an. Im Versuchsverlauf wurde festgestellt,

dass es zu einer Kontamination der Mikroalgen untereinander gekommen war. Es wurden

Scenedesmus obliquus Zellen in den Reaktoren R1 und R3 mit Chlorella vulgaris unter dem

Mikroskop beobachtet. Am siebten Versuchstag wurde eine bräunliche Färbung in beiden

Reaktoren (R2 und R4) von Scenedesmus obliquus bemerkt. Dies deutete auf eine

Kontamination mit Bakterien hin. Aus diesen beiden Gründen wurde beschlossen, diese

Versuchsreihe zu beenden. Die BTM am letzten Versuchstag betrug bei Chlorella vulgaris

2,81 g L-1

und bei Scenedesmus obliquus 2,83 g L-1

. Auf Grund eines frühzeitigen Abbruchs

wurde die stationäre Phase des Wachstums nicht erreicht. In Abbildung 5.2 sind die

aufgenommenen Produktivitätskurven von Chlorella vulgaris und Scenedesmus obliquus

dargestellt.

Abbildung 5.2: Produktivitätskurven von Chlorella vulgaris und Scenedesmus obliquus (bei Scenedesmus

obliquus wurden Produktivitätswerte vor dem Beginn der Kühlung verwendet, bei Chlorella vulgaris nach dem

Beginn der Kühlung, weil da in beiden Fällen höchste Produktivität erreicht wurde)

Die Produktivitätskurve bei Scenedesmus obliquus zeigt eine typische Beziehung zwischen

der Produktivitätentwicklung und dem Wachstumsverlauf an. Mit steigender BTM steigt

zuerst die Produktivität an. Es stehen immer mehr Zellen für weitere Zelteilungen zur

verfügen. Dieser Anstieg wird ab einer gewissen Größe der BTM langsamer, bis es zu einem

Einbruch der Produktivität kommt. Grund dafür ist die Lichtlimitierung durch

Selbstverschattung der Mikroalgen. Für den starken Einbruch der Produktivitätskurve bei

Scenedesmus obliquus ist zusätzlich die Temperaturänderung verantwortlich. Bei Chlorella

vulgaris steigt die Produktivitätskurve deutlicher flacher an. Da der Versuch frühzeitig

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

0,00 0,50 1,00 1,50 2,00 2,50 3,00

Pro

dik

tivit

ät

[g L

-1d

-1]

BTMOD [g L-1]

Scenedesmus obliquus Chlorella vulgarisPoly. (Scenedesmus obliquus) Poly. (Chlorella vulgaris)


32

beendet wurde, konnte diese nicht vervollständigt werden. Bei Chlorella vulgaris betrug die

maximal erreichte Produktivität 0,60 g L-1

d-1

. Bei Scenedesmus obliquus waren es 0,74 g L-1

.

5.2 Versuchsreihe II

Bei dieser Versuchsreihe wurde eine Mischkultur aus Mikroalgen der Gruppe Chlorophyta

unter Verwendung von zwei unterschiedlichen Kulturmedien untersucht. In den Reaktoren R1

und R2 wurde KM1 (Ferty 2 + KNO3) eingesetzt, in den Reaktoren R3 und R4 KM2 (KNO3 +

KH2PO4). In Abbildung 5.3 sind die aufgenommenen Wachstumskurven vom KM1 und KM2

dargestellt.

Abbildung 5.3: Wachstumskurven von KM1und KM2 in der Versuchsreihe II (Messfehler der berechneten

BTM wurden durch parallel dazu gemessenen BTM ersetzt und im Graphen mit einem Symbol(X)

gekennzeichnet)

Die Wachstumskurven von beiden Kulturmedien verlaufen annähernd identisch. Das

Wachstum verläuft zunächst in einer charakteristischen linearen Phase. Nach einer

Übergangsphase wird bei KM1 an Tag 10 und bei KM2 an Tag 8 die stationäre Phase

erreicht. Nach dem anschließenden Ernten (Tag 11) blieb ein Teil der Algenkultur in den

Reaktoren, dadurch betrug die BTM beim Neustart beim KM1 1,59 g L-1

und beim KM2

1,22 g L-1

. Fehlende Nährstoffe wurden ergänzt. In der zweiten Phase der Kultivierung

wiederholt sich der Wachstumsverlauf beider Kulturen. Da die BTM beim erneuten Ansetzen

höher war als beim ersten Animpfen, wurde die Versuchsdauer verkürzt. In der ersten Phase

des Versuchs betrug die BTM mit KM1 maximal 4,62 g L-1

und in der zweiten Phase

4,63 g L-1

. Mit KM2 betrug die BTM in der ersten Phase des Versuchs maximal 4,09 g L-1

und in der zweiten 3,98 g L-1

. In Abbildung 5.4 ist die Produktivität-Entwicklung beider

Wachstumskurven dargestellt.

00,5

11,5

22,5

33,5

44,5

55,5

6

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20

BT

MO

D [

gL

-1]

Prozesszeit [d]

KM 1 (R1+R2) KM 2 (R3+R4)


33

Abbildung 5.4: Produktivitätskurven von KM1 und KM2 in der Versuchsreihe II (Dargestellt sind

Produktivität-Werte aus der ersten Phase der Kultivierung, da in der zweiten der neue Ansatz mit einem höheren

BTM-Gehalt gestartet wurde. Dies führt dazu, dass anfangs niedrige Produktivität-Werte den bereits von Anfang

hohen BTM-Werten gegenüber stehen und eine Verzerrung der Ergebnisse stattfindet)

Bei beiden Produktivitätskurven ähneln sich die Verläufe. Es ist bei beiden zu erkennen, dass

am Anfang die Produktivität mit der BTM steigt. Ab einer bestimmten BTM erreichen diese

ihr Maximum. Danach sinkt die Produktivität mit der weiter steigenden BTM. Beide

Polynome verdeutlichen diesen Verlauf. Die Produktivität von 0,66 g L-1

d-1

bei BTM von

3,66 g L-1

mit KM1 wird aus der Auswertung genommen, da dieser ein Messfehler darstellt.

Mit KM1 betrug somit die maximal erreichte Produktivität von 0,61 g L-1

d-1

bei einer BTM

von 1,49 g L-1

, mit KM2 0,69 g L-1

d-1

bei BTM von 1,81 g L-1

.

5.3 Versuchsreihe III

Ziel in dieser Versuchsreihe war es zu untersuchen, ob MAP im KM3 und AS im KM4 als

Nährstoffe für die Kultivierung von Mikroalgen geeignet sind. Beziehungsweise wird

getestet, ob durch eine Substitution von KH2PO4 durch MAP und von KNO3 durch AS

infrage kommt. In den Reaktoren R1 und R2 wurde mit KM3 kultiviert, in den Reaktoren R3

und R4 mit KM4. Eine Mischkultur aus der Versuchsanlage im Reitbrook diente als

Vorkultur. Im Versuchsverlauf sank der pH-Wert in den Reaktoren R3 und R4 mit KM4 unter

pH 4. Einsatz von NaOH (1M) führte nur kurzzeitig zum Anstieg des pH-Wertes in den

angestrebten Bereich zwischen pH 6 und pH 7. In der Nacht zu Tag 5 schäumten alle vier

Reaktoren über und verloren an Biomasse. Dazu wurde in beiden Reaktoren mit KM3 eine

bräunliche Färbung festgestellt, was auf eine Bakterienkontamination hindeutete. Aus diesen

Gründen wurde die Versuchsreihe am Tag 6 beendet. Weitere Auswertung erfolgt nicht, da

der Versuch wiederholt wurde.

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4 4,5 5

Pro

dik

tivit

ät

[g L

-1d

-1]

BTMOD [g L-1]

KM 1 (R1+R2) KM 2 (R3+R4)

Poly. (KM 1 (R1+R2)) Poly. (KM 2 (R3+R4))


34

5.4 Versuchsreihe IV

In dieser Versuchsreihe wurde MAP mit KNO3 im KM3 und AS mit KH2PO4 im KM4 erneut

getestet. In den Reaktoren R1 und R2 wurde mit KM3 kultiviert, in den Reaktoren R3und R4

mit KM4. Eine Mischkultur aus der Versuchsanlage im Reitbrook kam zum Einsatz. Es

wurden keine Mikroelemente zugeführt. Als Puffer wurde KM4 CaCO3 nach Bedarf

zugeführt. In Abbildung 5.5 sind die aufgenommenen Wachstumskurven von KM3 und KM4

dargestellt.

Abbildung 5.5: Wachstumskurven von KM3 und KM4 in der Versuchsreihe IV

Die Wachstumskurven beider Kulturen zeigen einen typischen Wachstumsverlauf. Nach einer

Lag-Phase, die erst nach zwei Tagen zu Ende war, folgte eine lineare Wachstumsphase.

Anschließend geht das Wachstum nach einer Übergangsphase in eine stationäre Phase über.

Im Vergleich zu einander wird deutlich, dass der Einsatz von KM4 zu einem höheren

Algenwachstum führte, als mit KM3. Nach dem Erreichen der stationären Phase wurden alle

vier Reaktoren geerntet. Mit einem Teil der abgeernteten Algenkultur wurde neu angeimpft.

Die Nährstoffe wurden in Sollkonzentrationen von den jeweiligen Kulturmedien (KM3 und

KM4) zugeführt. Nach dem ersten Ernten und Neustart (Tag 7) fand kein Wachstum in allen

vier Reaktoren statt. Was zu zwei Hypothesen führte. Die erste war, dass die mit der

unbehandelten Vorkultur (je 0,4 L pro Reaktor) eingebrachten Mikroelemente aufgebraucht

wurden und deshalb kein Wachstum mehr stattfinden konnte. Die zweite Hypothese war, dass

die verwendete Vorkultur inaktiv war. Aus diesen Gründen wurden alle vier Reaktoren

entleert, gereinigt und mit einer neuen Vorkultur aus der Versuchsanlage im Reitbrook erneut

angeimpft (Tag 10). Der neue Wachstumsverlauf beider Kulturen ähnelt dem aus der ersten

Kultivierung. Die Algenkultur mit KM4 in den Reaktoren R3 und R4 erreichte die stationäre

Phase früher (Tag 18) und wurde als erste geerntet und neu gestartet. Die Algenkultur mit

KM3 erreichte am Tag 21 die stationäre Phase. Nach einem erneuten Start fand in allen vier

Reaktoren kein Wachstum satt. Mit diesem Wachstumsverlauf wurde erste Hypothese

0

0,5

1

1,5

2

0 5 10 15 20 25 30

BT

MO

D [

gL

-1]

Prozesszeit [d]

KM 3 (R1+R2) KM 3 ohne Ferty 2 (R1) KM 3 mit Ferty 2 (R2)

KM 4 (R3+R4) KM 4 ohne Ferty 2 (R3) KM 4 mit Ferty 2 (R4)

1. Ernte 2. Ernte

neue Vorkultur Ferty 2


35

bestärkt und die zweite widerlegt. Für eine endgültige Bestätigung der ersten Hypothese wird

die Limitierung durch Mikroelemente behoben. Dafür wurden dem KM3 in Reaktor R2 und

dem KM4 in Reaktor 4 die Mikroelemente in Form von Fery 2 (2 g) zugeführt. Zur Kontrolle

wurde dem KM3 im Reaktor R1 und dem KM4 im Reaktor R3 kein Ferty 2 zugeführt. Dies

hatte zu Folge, dass das Wachstum in den Reaktoren R2 und R4 mit Ferty 2 anstieg und in

den Reaktoren R1 und R3 ohne Ferty 2 nicht stattfand. Die Versuche wurden am Tag 30

beendet, da am Tag davor Reaktoren R2 und R4 übergeschäumt haben und an Biomasse

verloren haben.

Bei der ersten Kultivierung betrug die BTM mit KM3 maximal 0,95 g L-1

und mit KM4

1,37 g L-1

. Bei der zweiten Kultivierung erreichte die BTM mit KM3 maximal 1,20 g L-1

und

mit KM4 1,34 g L-1

. Nach der Zugabe von Ferty 2 stieg die maximal erreichte BTM mit KM3

in R2 auf 1,56 g L-1

und mit KM4 in R4 auf 1,76 g L-1

. In Abbildung 5.6 ist die Produktivität-

Entwicklung beider Wachstumskurven dargestellt.

Abbildung 5.6: Produktivitätskurven von KM3 und KM4 in der Versuchsreihe IV (Die erste und die zweite

Kultivierung wurden zusammengefasst, dritte wurde nicht berücksichtigt.)

Die Produktivitätskurven beider Versuchsdurchführungen zeigen typischen Verlauf an.

Mehrere niedrige Werte von der Produktivität im Bereich der BTM von 0,1-0,2 g L-1

resultieren aus der ausgeprägten Lag-Phase der beiden Wachstumskurven. Ein deutlicher

Unterschied sind die höheren Produktivitätskurven mit KM4 im Vergleich zu KM3. Mit KM3

betrug die maximal erreichte Produktivität von 0,40 g L-1

d-1

bei einer BTM von 0,53 g L-1

,

mit KM4 0,57 g L-1

d-1

bei 0,72 g L-1

.

5.5 Versuchsreihe V

In dieser Versuchsreihe wurde mit KM3, KM4, KM5 und KM6 kultiviert. Als Vorkultur

diente eine vorbehandelte Mischkultur aus der Versuchsanlage im Retbrook (siehe Kapitel

4.1.3). KM5 (KNO3+KH2PO4+Mikroelemente) wurde in den Reaktoren R1 und R2 getestet.

Dessen Zusammensetzung von Mikroelementen wurde auf Grund eines Vergleichs von

0

0,2

0,4

0,6

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4

Pro

du

kti

vit

ät

[g L

-1d

-1]

BTMOD [g L-1]

KM 3 KM 4 Poly. (KM 3) Poly. (KM 4)


36

bekannten Kulturmedien und von den Erkenntnissen aus vorherigen Versuchen erarbeitet.

KM6 (AS+MAP+ME) wurde in den Reaktoren R3 und R4 kultiviert. Die Mikroelemente

wurden von dem KM5 übernommen. Als Puffer wurde dem KM6 CaCO3 nach Bedarf

zugeführt. In Abbildung 5.7 sind die aufgenommenen Wachstumskurven vom KM5 und KM6

dargestellt.

Abbildung 5.7: Wachstumskurven von KM5 und KM6 in der Versuchsreihe V

Beide Wachstumskurven verlaufen im Vergleich zu einander unterschiedlich. Nach einer

gemeinsamen Lag-Phase (bis Tag 2) beginnt in beiden Fällen ein lineares Wachstum. Beim

KM6 geht dieses bereits nach einem Tag in eine Übergangsphase über. Die stationäre Phase

wird am Tag 8 erreicht. Ab Tag 10 war in den Reaktoren R3 und R4 eine bräunliche Färbung

aufgetreten. Die Kultivierung mit KM6 wurde dann am Tag 11 beendet. Beim KM5 geht das

lineare Wachstum erst am Tag 11 in eine Übergangsphase. In der Nacht zum Tag 16 brach die

CO2-Zufuhr (leere CO2-Flasche) ab. Dies führte zu Abfallen von pH-Wert unter pH 6 und

dem Rückgang der BTM. Auf Grund dieser Verzögerung war die stationäre Phase erst am

Tag 19 erreicht. Am Tag 20 wird dieser Versuch beendet. Die maximal erreichte BTM betrug

mit KM5 4,66 g L-1

, mit KM6 1,17 g L-1

. In Abbildung 5.8 ist die Produktivität-Entwicklung

von KM5 dargestellt.

Abbildung 5.8: Produktivitätskurve von KM5 in der Versuchsreihe V

00,5

11,5

22,5

33,5

44,5

55,5

0 4 8 12 16 20

BT

MO

D [

gL

-1]

Prozesszeit [d]

KM 5 (R1+R2) KM 6 (R3+R4)

0

0,2

0,4

0,6

0 1 2 3 4 5

Pro

du

kti

vit

ät

[g L

-1d

-1]

BTMOD [g L-1]

KM 5 Poly. (KM 5)


37

Die Produktivitätskurve mit KM5 zeigt einen typischen Verlauf. Nach einem anfänglichen

Anstieg nimmt die Produktivität mit der steigenden BTM wieder ab. Nach Beginn der

Abnahme ist eine Häufung an niedrigen Produktivitätswerten entstanden. Grund dafür ist die

verlängerte Übergangsphase. Beim KM5 betrug die maximal erreichte Produktivität von

0,53 g L-1

d-1


.

In Abbildung 5.9 ist die Produktivität-Entwicklung von KM6 dargestellt.

Abbildung 5.9: Produktivitätskurve von KM6 in der Versuchsreihe V

Die Produktivitätskurve mit KM6 zeigt einen typischen Verlauf. Bei der Produktivität von

0,46 g L-1

d-1


kann davon ausgegangen werden, dass es sich um

einen Messfehler handelt. Dieser liegt deutlich höher als alle anderen Werte. So betrug die


d-1


.

Zudem war es erforderlich, die ausgewählten Konzentrationen an Mikroelementen im KM5

einer weiteren Prüfung zu unterziehen. In diesem Versuch wurde deswegen die Konzentration

an Mikroelementen erhöht und KM5 in Reaktor R2 in 2-facher Konzentration zugeführt. Zur

Kontrolle wurde dem KM5 im Reaktor R1 1-fache Konzentration an Mikroelementen

zugeführt. Als Vorkultur diente eine vorbehandelte Mischkultur aus der vorhergegangenen

Kultivierung mit KM5.

Abbildung 5.10: Wachstumskurven von KM5+ 1ME und KM5+2ME in der Versuchsreihe V

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2

Pro

du

kti

vit

ät

[g L

-1d

-1]

BTMOD [g L-1]

KM 6 Poly. (KM 6)

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

4

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18

BT

MO

D [

gL

-1]

Prozesszeit [d]

KM 5+ 1xME (R1) KM 5 2xME (R2)


38

Der Wachstumsverlauf beider Kultivierungen verlief bis Tag 7 identisch. Ab Tag 7 verlaufen

beide Wachstumskurven unterschiedlich. Nach einer Übergangsphase erreichte die Kultur mit

der 2-fachen Konzentration an Mikroelementen am 24. Tag die stationäre Phase. Die maximal

erreichte BTM betrug 3,29 g L-1

. Mit KM5 und 1-facher Konzentration an Mikroelementen

kommt zuerst zum einen Rückgang der BTM. Erst ab dem Tag 9 begann das lineare

Wachstum wieder. An Tag 17 wird die Kultivierung beendet, nachdem sich die stationäre

Phase angedeutet hatte. Die maximal erreichte BTM betrug 3,66 g L-1

.

In diesem Versuch wurde mit KM3 und KM4 erneut kultiviert. Als Vorkultur diente eine

vorbehandelte Mischkultur aus der vorhergegangenen Kultivierung mit KM5. Die

Mikroelemente wurden aus dem KM5 übernommen. KM3 wurde im Reaktor R3 eingesetzt,

KM4 im Reaktor R4. Als Puffer wurde dem KM4 CaCO3 nach Bedarf zugeführt. In

Abbildung 5.11 sind die aufgenommenen Wachstumskurven von KM3 und KM4 mit

Mikroelementen aus KM5 dargestellt.

Abbildung 5.11: Wachstumskurven von KM3 und KM4 mit Mikroelementen aus KM5 in der Versuchsreihe V

(Kultur mit KM4 schäumte in der Nacht auf Tag 9 über und verlor an BTM. Aus diesem Grund wurde die

Kultivierung mit KM4 beendet.)

Nach einer Lag-Phase verläuft das Wachstum mit KM3 linear. Ab dem 7.Tag beginnt die

Übergangsphase, die an Tag 10 in die stationäre Phase übergeht. Die maximal erreichte BTM

betrug 3,44 g L-1

.

Nach einer Lag-Phase verläuft das Wachstum mit KM4 kurz exponentiell, anschließend linear

(ab Tag 3). Ab Tag 5 beginnt die Übergangsphase. Am Tag 8 schäumte der Reaktor über und

verlor an Biomasse. Der Versuch wurde beendet. Maximal erreichte BTM betrug 3,24 g L-1

.

In Abbildung 5.12 ist die Produktivität-Entwicklung von KM3 und KM4 dargestellt.

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

4

0 2 4 6 8 10 12

BT

MO

D [

gL

-1]

Prozesszeit [d]

KM 3 + ME (R3) KM 4 + ME (R4)

Diskussion/Gegenüberstellung der Ergebnisse

39

Abbildung 5.12: Produktivitätskurven von KM3 und KM4 in der Versuchsreihe V

Beide Kurven zeigen einen typischen Verlauf der Produktivität. Mit KM3 betrug die maximal

erreichte Produktivität 0,59 g L-1

d-1


. Auf Grund des

Polynomverlaufs mit KM4 wird die Produktivität von 0,78 g L-1

d-1

bei einer BTM von

2,59 g L-1

als ein Messfehler gedeutet und nicht berücksichtigt. Somit betrug mit KM4 die


d-1


.

6 Diskussion/Gegenüberstellung der Ergebnisse

In diesem Kapitel werden die im vorangegangen Kapitel 5 dargestellten Ergebnisse

miteinander verglichen und diskutiert. Zuerst wird ein Wachstumsvergleich der zwei

Mikroalgenspezies Chlorella vulgaris und Scenedesmus obliquus unter dem Einsatz eines

Kulturmediums (KM1) diskutiert. Darauffolgend werden die verschiedenen Kulturmedien

(KM1, KM2, KM3, KM4, KM5 und KM6), mit denen eine Mischkultur aus drei Grünalgen

der Gruppe Chlorophyta (Chlorella vulgaris, Scenedesmus obliquus und Chlamydomonas

reinhardtii) kultiviert worden ist, betrachtet.

Wachstumverhalten von Chlorella vulgaris und Scenedesmus obliquus

Die anfänglichen Unterschiede beider Wachstumskurven (siehe Abbildung 5.1) können mit

den verschiedenen Temperaturoptima der Algenspezies begründet werden. So war

Scenedesmus obliquus fähig zu Beginn der Kultivierung bei den Temperaturen über 30°C

besser zu wachsen als Chlorella vulgaris. Ein Beweis dafür ist, dass die Scenedesmus

obliquus unter diesen Bedingungen (>30°C) eine deutlich größere BTM (1,87 g L-1

) erreichte

als Chlorella vulgaris (0,36 g L-1

). Bei Letzterer kam es zu einem Wachstumserliegen. Erst

durch den Einsatz der Kühlung und dem damit verbundenen Temperaturwechsel auf unter

30°C kam es zu einem Wachstum bei Chlorella vulgaris. Bei Scenedesmus obliquus führte

der T-Wechsel zu einer Anpassungsphase an die neue Temperatur, bevor eine erneute

Wachstumsphase begann. Am letzten Versuchstag betrug die BTM bei Scenedesmus obliquus

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4

Pro

du

kti

vit

ät

[g L

-1d

-1]

BTMOD [g L-1]

KM 3 + ME KM 4 + ME Poly. (KM 3 + ME) Poly. (KM 4 + ME)


40

2,83 g L-1

und bei Chlorella vulgaris 2,81 g L-1

. Auf Grund der veränderten

Kultivierungsbedingungen und eines frühzeitigen Abbruchs der Versuchsreihe I lässt sich ein

Vergleich der beiden Algenspezies im Hinblick auf den Einsatz von KM1 nicht herstellen.

Des Weiteren erfolgte eine Kontamination der Spezies untereinander. Aus diesem Grund

wurde entschieden, in den nachfolgenden Versuchen auf den Einsatz von Reinkulturen zu

verzichten und mit einer definierten Mischkultur zu arbeiten. Die Kühlung an den Reaktoren

wurde für die weiteren Kultivierungen beibehalten.

Entwicklung eines Kulturmediums für Chlorophyta

Insgesamt kamen sechs Kulturmedien zum Einsatz. Davon stellt jedes Einzelne einen

weiteren Entwicklungsschritt auf dem Weg zu einem Kulturmedium für die optimierte

Kultivierung von Chlorophyta in einem Airlift-Säulen-Reaktor dar. Für eine bessere

Vergleichbarkeit wird jede Wachstumskurve nur bis zum Versuchstag 11 dargestellt. Grund

dafür ist, dass zu diesem Versuchstag alle verwendeten Kulturmedien ihre stationäre Phase

erreicht hatten. Eine einzige Ausnahme bildet das KM5. In Abbildung 6.1 sind diese

Kulturmedien im Vergleich zueinander mit deren Wachstumskurven dargestellt.

Abbildung 6.1: Übersicht von Wachstumskurven aller Kulturmedien (Ausweitung der Wachstumskurven

erfolgt für die Versuchsdauer von 11 Tagen)

Die maximal erreichten BTM wurden bei den Kultivierungen mit KM1 und mit KM5 erreicht.

Die geringste BTM-Ausbeute wurde mit dem Kultivierungsversuch mit KM6 erzielt. Für eine

bessere Vergleichbarkeit wurden in Tabelle 6.1 alle wichtigen Prozessparameter aus den

Kultivierungen mit jeweiligen Kulturmedien zusammengestellt.

00,5

11,5

22,5

33,5

44,5

55,5

6

0 2 4 6 8 10

BT

MO

D [

gL

-1]

Prozesszeit [d]

KM 1 KM 2 KM 3 KM 4 KM 5 KM 6

Abbruch von KM6


41

Tabelle 6.1: Übersicht alle wichtigen Prozessparameter aus den Kultivierungen mit ihren jeweiligen

Kulturmedien (Die Auswahl erfolgte nach den maximal erreichten Werten des jeweiligen Kulturmediums).

Kulturmedium

Fer

ty2

+ K

NO

3

KH

2P

O4 +

KN

O3 +

ME

nac

h P

oh

l, [

19

86

]

MA

P +

KN

O3 +

ME

nac

h K

M5

AS

+ K

H2P

O4 +

ME

nac

h K

M5

KH

2P

O4 +

KN

O3 +

ME

MA

P +

AS

+

ME

nac

h K

M5

KM1 KM2 KM3 KM4 KM5 KM6

Max. erreichte BTM [g L-1

] 4,63 4,09 3,44 3,24 4,66 1,17

Max. erreicht Produktivität

[g L-1

d-1

] 0,61 0,69 0,59 0,73 0,53 0,46

Mittlere T [°C] 28,3 ± 2,3 29,1 ± 2,5 28,7 ± 0,6 28,2 ± 0,6 - -

Mittlerer pH-Bereich [pH] 7,16 ± 0,4 7,04 ± 0,5 6,75 ± 0,32 5,76 ± 0,89 6,82 ± 0,25 6,16 ± 0,59

Versuchsdauer [d] 10,7 10,7 11,7 8,8 19,9 10,7

stationäre Phase,

erreicht am [d] 10,0 7,8 9,8 - 18,8 9,8

Im Vergleich zu den anderen Kulturmedien hat sich KM1 am effektivsten gezeigt. Bei KM1

kann davon ausgegangen werden, dass keine Limitierung durch Mikroelemente aufgetreten

ist. Der Grund dafür ist eine kontinuierliche Zugabe von Mikroelementen durch Ferty 2 als P-

Quelle. Somit tritt mit KM1 eine Verringerung der Lichtintensität durch Selbsverschattung als

einziger Limitierungsfaktor auf. Obwohl die maximal erreichte Produktivität mit KM1

(0,61 g L-1 d

-1) nicht die höchste von allen Kulturmedien (siehe Tabelle 6.1) war, stellt dieser

Dank der höchsten maximal erreichten BTM von 4,63 g L-1

aller Kulturmedien einen Maßstab

für die weiteren Versuche dar. Im Vergleich zu KM1 erreichte die Kultivierung mit KM2 eine

niedrigere maximale BTM von 4,09 g L-1

aber eine höhere maximale Produktivität von

0,69 g L-1 d

-1.

In den Versuchen mit KM3 und KM4 wurde getestet, ob MAP und AS als Nährstoffe für ein

potenzielles Kulturmedium geeignet sind. Eine wichtige Erkenntnis war die Feststellung, dass

beim AS-Einsatz in einem Kulturmedium ein Puffer benötigt wird. So wurde CaCO3 als

Puffer im KM4 und später im KM6 eingesetzt. In der Versuchsreihe IV mit KM3 und KM4

wurde festgestellt, dass bereits eine stark verdünnte (0,4 L der Vorkultur auf 8 L in einem

Reaktor) unbehandelte Vorkultur für ein Wachstum ausreicht. Die maximal erreichte BTM

betrug mit KM3 0,95 g L-1

und mit KM4 1,37 g L-1

. Dabei wurden den Kulturmedien KM3

und KM4 keine Mikroelemente in diesem Versuch zugeführt. Der Grund für das Wachstum

waren Mikroelemente aus der verwendeten Vorkultur. Aus diesem Anlass wurde beschlossen,

bei der Versuchsreihe V die Vorkultur einer Vorbehandlung (siehe Kapitel 4.1.3) zu

unterziehen, damit diese von Makro- und Mikroelementen gereinigt wird.

Ein weiteres Ergebnis ist (eine höhere maximal erreichte BTM), dass mit KM4 eine höhere

maximale BTM erreicht wurde, nämlich: 0,57 g L-1

d-1

, als sie mit KM3 erreicht wurde,


42

nämlich: 0,40 g L-1

d-1

. Der Grund dafür ist, dass NH4+ des AS besser von den Mikroalgen

verwertet wird als NO3- aus KNO3. Eine zweitägige Lag-Phase bei beiden Wachstumskurven

lässt erkennen, dass die Mikroalgen sich erst an ein neues Kulturmedium mit anderen P- und

N-Quellen anpassen mussten. Diese Versuchsreihe zeigt deutlich, dass MAP und AS als

Nährstoffe für eine Kultivierung von Mikroalgen geeignet sind. Diese Ergebnisse wurden in

Versuchsreihe V durch den Einsatz von Mikroelementen (identisch mit KM5) bestätigt. Trotzt

eines frühzeitigen Versuchsabbruches mit KM4 betrug maximal erreichte Produktivität

0,73 g L-1

d-1

. Im Vergleich mit anderen Kulturmedien war diese am höchsten (siehe Tabelle

6.1). Die maximal erreichte BTM mit KM1wurde mit diesen beiden Kulturmedien KM3

(3,44 g L-1

) und KM4 (3,24 g L-1

) nicht erreicht.

Die N- und P-Quelle in KM5 (KNO3 und KH2PO4) gehören zu den etablierten Nährstoffen

und müssen nicht explizit überprüft werden. Die Mikroelemente in KM5 wurden dagegen

durch die gewonnenen Erfahrungen und eines Vergleichs von bekannten Kulturmedien

zusammengestellt. Es sollte überprüft werden, ob diese für ein Kulturmedium geeignet sind

und in ausreichender Konzentration vorliegen. Das Wachstum der Mikroalgen mit KM5

erreichte eine vergleichbare hohe BTM (4,66 g L-1

) wie mit KM1 (4,63 g L-1

). Dieses

Ergebnis deutet darauf hin, dass die ausgewählten Mikroelemente und deren Konzentration

hinreichend waren. Eine deutliche Abweichung im Gegensatz zu KM1 war die Versuchsdauer

mit KM5. Diese wurde mit 20 Tagen doppelt so lang wie mit KM1 (elf Tage). Ein Grund für

die Verzögerung war der Ausfall der CO2-Zufuhr am Tag 16. Dadurch wurde die stationäre

Phase verschoben. Ein weiterer Grund für so eine lange Versuchsdauer könnte eine

abweichende Prozesstemperatur bei dieser Kultivierung mit KM5 sein. Um die ausgewählten

Konzentrationen an ME zu überprüfen, wurde in einer anschließenden Batch-Kultivierung die

Konzentration der ME im KM5 verändert. Es wurde eine 2-fache Konzentration an ME

gewählt. Zum Vergleich wurde parallel dazu KM5 mit der 1-fachen Konzentration an ME

erneut getestet. Beide aufgenommenen Wachstumskurven bringen keine Hinweise, dass eine

höhere Konzentration von ME das Wachstum erhöht. Somit wurde mit diesem Versuch das

LIEBIGsche Minimum Gesetz überprüft. Dieses Gesetz besagt, dass die unzureichende

Konzentration eines einzelnen ME das Wachstum begrenzt [Wild und Schmitt, 2012]. Dabei

ist es nicht relevant, dass die anderen ME im Überschuss vorhanden sind.

Mit KM6 wurde untersucht, ob MAP und AS gleichzeitig in einem Kulturmedium eingesetzt

werden können. Die maximal erreichte BTM (1,17 g L-1

) und Produktivität (0,46 g L-1

d-1

)

mit KM6 sind die niedrigsten aller verwendeten Kulturmedien. Der Grund dafür war die K-

Limitierung. Durch das Ersetzen von KNO3 mit MAP und KH2PO4 mit AS fehlte dem KM6

eine K-Quelle. Das erzielte Wachstum entstand durch K-Reste, die möglicherweise nach der

Vorbehandlung von MAP noch im MAP vorhanden sind. Aus diesem Grund lässt sich kein

Vergleich mit anderen Kulturmedien herstellen.

Die in den durchgeführten Versuchen erreichten Produktivitäten von 0,53-0,73 g L-1

d-1

liegen

im unteren Bereich der Werte, welche aus der Literatur für Säulen-Reaktoren bekannte sind.


43

Nach Lee [2001] liegen diese im Bereich von 0,69-1,6 g L-1

d-1

. In einem vergleichbaren

Airlift-Säulen-Reaktor-System mit der Kultivierung von Chlorelle vulgaris wurden

durchschnittlich 3,7 g L-1

erreicht [Bischof, 2012]. Diese Ergebnisse decken sich mit den

erzielten BTM-Werten von 3,2,4-4,66 g L-1

.

Zusammenfassung

44

7 Zusammenfassung

Ziel dieser Arbeit war die Entwicklung eines Standardmediums für die Kultivierung von

Chlorophyta (Grünalgen) in einem Airlift-Säulen-Reaktor. Das neu entwickelte

Kulturmedium soll bei künftigen Versuchsdurchführungen als Referenzmedium eingesetzt

werden um Versuche mit unterschiedlichen Rahmenbedingungen besser vergleichbar zu

machen. Weitere Anforderungen an das Medium waren eine hohe Leistungsfähigkeit, in

Bezug auf Wachstum und Produktivität der Mikroalgen, sowie eine generelle

Substitutionsmöglichkeit der Makronährstoffe. Für die Umsetzung wurden in einer ersten

Versuchsdurchführung (I) die Wachstumspotentiale der Algenarten Chlorella vulgaris und

Scennedesmus obliqus untersucht. Um eine geeignete Nährstoffzusammensetzung des

Kulturmediums zu erarbeiten, wurde in der darauffolgenden Versuchsreihe (II) mit aus der

Literatur bekannten Kulturmedien durchgeführt. Verwendet wurden Medien nach Hindersin

et al., [2012] (KM1) und nach Pohl et al., [1986] (KM2).

Um die Substitutionsmöglichkeit der Makronährstoffe zu untersuchen, wurden in zwei

nachfolgenden Versuchsreihen (III und IV) die Nährstoffe Magnesiumammoniumphospaht

(MgNHPO4/ MAP) und Ammoniumsulfat ((NH4)2SO4/ AS) auf deren Eignung für die

Kultivierung von Grünalgen geprüft. Hierzu wurde in einem ersten Schritt die konventionelle

Phosphatquelle Kaliumdihydrogenphosphat (KH2PO4) durch MAP und in einem zweiten die

Stickstoffquelle Kaliumnitrat (KNO3) durch AS ersetzt. Diese Nährstoffe können eine

kostengünstige Alternative zu handelsüblichen Kulturmedien sein, da deren Rückgewinnung

aus den Gärresten einer Biogasanlage möglich ist.

Mit den aus diesen Versuchen gewonnen Ergebnissen, so wie einer Literaturrecherche, wurde

anschließend die Zusammensetzung eines geeigneten Standardmediums erarbeitet. In

Versuchsreihe V wurde dieses auf seine potentielle Eignung getestet. In dieser Versuchsreihe

(V) wurde anschließend im Standardmedium sowohl das KNO3 als auch KH2PO4 durch die

Nährstoffe MAP und AS substituiert und getestet.

Die Kultivierungsversuche wurden sowohl Reinkulturen der Arten C. vulgaris und S.

obliquus als auch mit einer Mischkultur aus den Grünalgen C. vulgaris, S. obliquus und

Chlamydomonas reinhardtii durchgeführt. Die Algen entstammen der Sammlung für

Conjugate-Kulturen des Biozentrums Klein Flottbek der Universität Hamburg. Als

Kultivierungsstrategie wurde eine Repeated-Batch-Kultivierung gewählt. Die verwendete

Versuchsanlage ist ein Airlift-Säulen-Reaktor-System (ASRS), welches aus vier

Acrylreaktoren und den dazugehörigen Peripheriegeräten besteht. Das Reaktorvolumen der

einzelnen Reaktoren betrug 9 L. Als Lichtquelle wurden drei Halogenmetalldampflampen

eingesetzt. Die an der Reaktoroberfläche gemessene PAR-Strahlung betrug 400 μmol m-2

s-1

.

Die Begasung erfolgte Gemisch aus Luft (0,375 vvm) und CO2 (0,0125 vvm).

Zusammenfassung

45

Die Ergebnisse zeigen, dass in der Versuchsreihe für C. vulgaris mit einer BTM von

2,81 g L -1

und S. obliquus mit einer BTM von 2,83 g L -1

nahezu gleiche Erträge erzielt

wurden. Anzumerken ist, dass während der Versuchsdurchführung eine gegenseitige

Kontamination der beiden Algenarten festgestellt wurde. Aus diesem Grund wurde

entschieden, in den nachfolgenden Versuchen auf den Einsatz von Reinkulturen zu verzichten

und mit einer definierten Mischkultur zu arbeiten. Der direkte Vergleich der beiden Medien

KM1 und KM2 in der Versuchsreihe II ergab, dass das Medium KM1 mit einer BTM von

4,63 g L -1

gegenüber der BTM von 4,09 g L -1

des Mediums KM2 die höchste BTM

ermöglichte. Aus den Versuchsdurchführungen (III und IV) zur Substitution der

konventionellen N2 und P Nährstoffe lässt sich ableiten, dass MAP und AS als Substitute

geeignet sind. Mit MAP als Nährstoff wurde eine BTM von 1,20 g L -1

erreicht. Unter

Verwendung von AS wurde eine BTM von 1,34 g L-1

erreicht. In Versuchsreihe V wurde das

fertige Standardmedium (KM5) getestet und anschließend auf eine Limitierung der

Mikroelemente überprüft. Es lag keine Limitierung vor. Die BTM war mit 4,66 g L-1

annähernd gleich hoch, wie die mit KM1 erreichte. Anschließend wurden im

Standardmedium die Stickstoff- und Phosphatquellen mit MAP und AS substituiert. Die

Substitution beider Nährstoffe (KM6) ergab eine starke Wachstumslimitierung. Die BTM

betrug 1,17 g L -1

. Wurde nur ein Nährstoff getauscht, lag die BTM mit MAP als Substituent

bei 3,44 g L - 1

und mit AS bei 3,24 g L - 1

.

Durch die in dieser Arbeit durchgeführten Versuche, konnte ein Standardnährmedium

entwickelt werden. Die Versuche zeigen, dass das Medium eine genau so hohe BTM

ermöglicht, wie die etablierten Kulturmedien. Es konnte gezeigt werden, dass eine

Substitution der Sticksoff- und Phosphorquellen möglich ist. Darüber hinaus handelt es sich

bei MAP und AS um zweckmäßige Substituenten, die von den Algen gut verwertet werden

können und hohe BTM erlauben.

Ausblick

46

8 Ausblick

In diesem Kapitel werden Vorschläge über ein weiteres Vorgehen bei künftigen

Entwicklungen eines Kulturmediums für die optimierte Kultivierung von Chlorophyta in

einem Airlift-Säulen-Reaktor gemacht. Eine wichtige Erkenntnis dieser Arbeit ist die Eignung

von MAP und AS als P- und N-Quellen in einem möglichen Kulturmedium für Chlorophyta.

Besonders AS als N-Quelle hat gute Ansätze gezeigt, wie zum Beispiel die höchste

Produktivität. Das pH-Absinken bei KM4 hat sich als negativ herausgestellt. Der dagegen

angesetzte Puffer, CaCO3, wurde schnell aufgebraucht und musste alle 2-3 Tage nachdosiert

werden. Daher ist es eine Überlegung, einen anderen Puffer zu testen. Der Versuch,

gleichzeitig P- und N-Quellen in einem Kulturmedium durch MAP und AS zu ersetzen, ist

durch Fehlen einer K-Quelle gescheitert. Bei den nächsten Untersuchungen sollte das beachtet

und eine K-Quelle eingesetzt werden. Das in den Versuchen verwendete MAP stammte aus

den Ablagerungen einer Kläranlage. Beim AS handelte es sich um eine handelsübliche

Chemikalie. In weiteren Arbeiten sollte versucht werden, beide Nährstoffe aus einem Gärrest

einer Biogasanlage zu verwenden. Die aus einem Gärrest gewonnenen Nährstoffe MAP und

AS könnten zu einem anderen Wachstumsverhalten der Mikroalgen führen. Für eine bessere

Prozessüberwachung sollte eine kontinuierliche Messung von pH-Werten und der Temperatur

bei den Reaktoren ermöglicht werden. Durch das Anbringen von Kühlschläuchen zur

Kühlung wurden 20 % der vorderen Reaktoroberfläche verdeckt. Dies führt zu einer

Einschränkung des Lichtangebots durch eingesetzte Metalldampflampen. Mit einem Einsatz

der LED-Lampen würde die Problematik der Temperatur gelöst werden und die Kühlung

wäre nicht mehr notwendig.

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47

9 Literaturverzeichnis

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Anhang

I

10 Anhang

10.1 Herstellerangaben zur Zusammensetzung von Ferty Bassidünger

Anhang

II

10.2 Erfasste Daten der durchgeführten Versuche

Im Folgenden sind die Messwerte aus allen durchgeführten Versuchsreihen (I-V).

Tabelle 10.1: Messwerte der Versuchsreihe I (R1 und R3 mit Clorella vulgaris, R2 und R4 mit Scenedesmus

obliqquus)

Prozess-

zeit [d]

R1 R2 R3 R4

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

0,0 0,09 0,08 0,12 0,14 0,14 0,08 0,08 0,21

0,7 0,41 0,65 0,52 0,81 0,58 0,43 0,96 0,81

1,7 0,13 0,43 1,29 1,99 0,49 0,61 2,05 2,16

2,7 0,26 0,36 1,75 1,62 0,46 0,47 1,99 1,66

3,7 0,74 0,63 1,54 1,66 0,73 0,55 1,62 1,42

4,7 1,18 0,96 1,77 2,22 1,21 1,02 2,15 2,06

5,5 1,58 1,94 1,94 2,17 1,81 1,16 2,47 2,51

6,6 2,16 2,10 2,02 2,28 2,24 1,74 2,29 2,79

7,6 2,57 2,55 2,33 2,16 3,06 3,24 3,32 3,07

Anhang

III

Tabelle 10.2: Messwerte der Versuchsreihe II

Prozess-

zeit [d]

R1+KM1 R2+KM1 R3+KM2 R4+KM2

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

0,0 0,18 0,22 0,17 0,17 0,18 0,16 0,19 0,16

0,8 0,52 0,52 0,39 0,46 0,46 0,51 0,48 0,50

1,8 0,97 1,03 0,80 0,87 1,09 1,01 1,17 1,08

2,8 1,71 1,18 1,27 1,21 1,65 1,44 1,97 1,54

3,7 2,32 2,06 1,75 1,66 2,33 2,34 2,44 2,12

4,9 2,84 2,74 1,64 2,26 1,93 2,70 3,05 2,84

5,7 3,42 3,18 2,49 3,37 3,18 4,07 3,53 4,30

6,8 4,20 4,13 3,13 2,83 3,40 3,50 4,16 3,63

7,8 4,56 3,30 3,50 2,67 3,91 3,53 4,28 3,83

8,8 4,77 4,03 3,55 3,47 3,90 3,77 4,19 3,87

10,0 3,90 5,20 3,02 4,05 3,24 3,90 3,77 3,95

10,7 4,93 5,75 3,98 4,55 3,70 4,13 3,81 4,30

10,9 1,79 1,58 1,39 1,09 1,13 1,02 1,31 1,16

11,8 2,20 1,83 1,76 1,58 1,49 1,20 1,65 1,41

12,8 2,26 2,52 2,19 1,96 2,04 1,74 2,26 1,92

13,8 3,28 2,46 2,57 2,08 2,51 2,08 2,89 2,32

14,8 3,67 3,53 3,08 2,87 3,02 2,80 3,22 2,80

15,8 4,15 3,83 3,44 3,50 3,39 3,27 3,45 3,17

16,7 4,25 3,77 3,63 3,47 3,73 3,25 3,82 3,40

17,8 4,42 4,00 4,04 3,80 3,77 3,57 4,09 3,80

18,7 4,94 5,08 3,53 4,20 3,88 3,68 4,08 4,08

19,9 4,85 4,90 4,39 4,35 3,61 3,63 4,20 3,98

Tabelle 10.3: Messwerte der Versuchsreihe III

Prozess-

zeit [d]


BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

0,0 0,04 0,03 0,03 0,04 0,03 0,04 0,03 0,02

0,8 0,11 0,12 0,11 0,13 0,10 0,10 0,09 0,08

1,8 0,53 0,56 0,44 0,38 0,15 0,20 0,18 0,23

2,8 0,98 0,87 0,82 0,78 0,40 0,42 0,42 0,39

3,8 1,50 1,36 1,18 1,13 0,78 0,71 0,55 0,57

4,8 1,15 1,43 0,84 1,11 0,39 0,84 0,26 0,71

5,8 0,37 0,32 0,37 0,56 0,70 0,79 0,28 0,31

Anhang

IV

Tabelle 10.4: Messwerte der Versuchsreihe IV

Prozess-

zeit [d]


BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

0,0 0,06 0,06 0,04 0,05 0,10 0,19 0,10 0,17

0,8 0,15 0,18 0,12 0,13 0,15 0,17 0,14 0,15

1,9 0,11 0,13 0,10 0,15 0,20 0,26 0,16 0,22

2,8 0,55 0,58 0,39 0,53 0,80 0,87 0,64 0,65

3,9 0,92 0,91 0,66 0,74 1,26 1,34 1,03 1,11

5,0 0,98 1,03 0,80 0,86 1,40 1,45 1,25 1,30

6,0 1,06 1,07 0,85 0,86 1,48 1,56 1,27 1,33

6,9 1,07 1,08 0,82 0,82 1,42 1,46 1,21 1,22

7,1 0,10 0,09 0,08 0,10 0,11 0,38 0,29 0,60

7,8 0,14 0,17 0,11 0,12 0,12 0,35 0,36 0,52

8,9 0,14 0,17 0,14 0,15 0,11 0,33 0,35 0,51

9,9 0,16 0,14 0,14 0,17 0,10 0,31 0,18 0,33

10,1 0,08 0,09 0,07 0,08 0,15 0,31 0,12 0,38

10,8 0,13 0,14 0,09 0,10 0,19 0,29 0,17 0,33

11,9 0,57 0,50 0,49 0,49 0,82 0,74 0,72 0,65

13,0 0,80 0,77 0,76 0,73 1,22 1,13 1,05 0,93

13,9 1,02 0,82 0,96 0,80 1,46 1,05 1,23 0,82

14,8 1,10 0,90 1,00 0,93 1,44 1,12 1,22 0,98

15,9 1,16 1,07 1,06 1,06 1,48 1,41 1,19 1,29

16,9 1,22 1,24 1,12 1,16 1,42 1,58 1,11 1,20

17,9 1,25 1,13 1,15 1,09 1,38 1,47 1,08 1,11

19,0 1,17 1,20 1,13 1,19 0,16 0,27 0,15 0,37

19,8 1,16 1,20 1,13 1,14 0,16 0,21 0,17 0,32

20,8 1,03 1,06 1,02 0,98 0,17 0,25 0,18 0,28

21,1 0,05 0,06 0,04 0,04 0,20 0,24 0,17 0,25

21,9 0,06 0,05 0,04 0,04 0,20 0,35 0,11 0,37

22,9 0,09 0,08 0,06 0,06 0,19 0,33 0,11 0,31

23,8 0,12 0,12 0,09 0,12 0,21 0,24 0,12 0,27

24,9 0,10 0,12 0,32 0,30 0,23 0,23 0,10 0,17

25,9 0,07 0,08 0,78 0,71 0,20 0,17 0,39 0,39

26,9 0,05 0,10 1,29 1,23 0,18 0,17 1,12 1,02

27,9 0,04 0,06 1,56 1,44 0,16 0,20 1,76 1,66

28,9 0,04 0,06 1,45 1,68 0,15 0,15 1,72 1,84

29,8 0,07 0,12 0,56 0,72 0,10 0,09 1,73 2,06

Anhang

V

Tabelle 10.5: Messwerte der Versuchsreihe V (KM5 und KM6)

Prozess-

zeit [d]


BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

0,0 0,01 0,00 0,02 0,01 0,02 0,00 0,02 0,01

0,9 0,04 0,01 0,03 0,02 0,05 0,03 0,05 0,04

1,8 0,11 0,11 0,10 0,10 0,15 0,14 0,16 0,15

2,8 0,57 0,61 0,50 0,49 0,58 0,56 0,62 0,50

3,8 1,13 1,19 1,01 0,97 0,73 0,71 0,75 0,71

4,8 1,67 1,81 1,35 1,37 0,89 0,89 0,83 0,84

5,8 2,05 2,07 1,73 1,67 0,96 0,93 0,89 0,87

6,9 2,69 2,91 2,19 2,19 1,03 1,00 0,97 0,96

7,9 3,08 3,24 2,36 2,46 1,13 1,13 1,03 1,02

8,7 3,41 3,50 2,64 2,69 1,18 1,16 0,99 1,03

9,8 3,70 3,64 2,91 2,80 1,29 1,17 0,99 1,07

10,7 4,05 4,10 3,17 3,05 1,36 1,23 0,97 1,07

11,8 4,13 4,16 3,18 3,11 1,54 1,57 - -

12,7 4,39 4,27 3,40 3,39 1,33 1,36 - -

13,9 4,57 4,70 3,54 3,66 - - - -

14,9 4,75 4,74 3,83 3,74 - - - -

15,8 4,95 5,10 3,94 3,96 - - - -

16,8 4,46 4,60 3,80 3,86 - - - -

17,8 4,80 4,86 3,88 3,80 - - - -

18,8 5,00 5,06 4,22 4,14 - - - -

19,9 5,06 5,48 4,22 4,14 - - - -

Anhang

VI

Tabelle 10.6: Messwerte der Versuchsreihe V (KM3 und KM4)

Prozess-

zeit [d]


BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

BTMOD

[g L-1

]

BTM

[g L-1

]

20,1 0,02 0,01 0,03 0,03 0,03 0,04 0,03 0,03

20,9 0,07 0,10 0,09 0,10 0,12 0,13 0,08 0,09

21,9 0,51 0,55 0,51 0,46 0,72 0,70 0,49 0,55

22,8 1,02 1,01 0,93 0,84 1,22 1,14 1,02 1,15

23,8 1,47 1,46 1,34 1,20 1,72 1,72 1,74 1,68

24,9 1,81 1,87 1,77 1,76 2,15 2,25 2,59 2,40

25,8 2,12 2,23 1,99 1,85 2,60 2,70 3,03 2,73

26,8 2,37 2,30 2,21 2,13 2,95 2,83 3,24 3,35

27,9 2,18 2,20 2,47 2,30 3,19 3,13 2,77 2,93

28,9 2,01 2,27 2,72 2,70 3,16 3,57 - -

29,8 2,11 2,03 2,83 2,90 3,44 3,23 - -

30,8 2,33 2,34 2,81 2,86 3,43 3,40 - -

31,8 2,46 2,37 3,00 3,37 3,42 3,23 - -

32,8 2,66 2,70 3,11 3,17 3,27 3,37 - -

33,8 2,90 2,90 3,26 3,30 3,24 3,47 - -

34,8 3,27 3,60 3,29 3,57 3,24 3,73 - -

35,9 3,54 3,64 3,24 3,63 3,25 3,87 - -

36,8 3,66 3,76 3,01 2,90 3,35 6,17 - -

37,7 4,12 3,95 - - - - - -

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Entwicklung eines Kulturmediums für die optimierte...

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