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Fortbildung für
TierarzthelferInnen und
Tiermedizinische Fachangestellte
Arbeitstagung der
Deutschen Gesellschaft
für Kleintiermedizin
vom 25. bis 27. Januar
in DresdenSamstag, 26. April 2014in Bad Kissingen
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Fortbildung für TierarzhelferInnenund Tiermedizinische Fachangestellte
Samstag, 26. Apri l 2014
09:30 – 09:45 Begrüßung
09:45 – 10:30 Tatort Praxis: Hygienemonitoring………………………………...1(C. Simon, Bad Kissingen)
10:30 – 11:15 Tipps und Tricks zum Antibiogramm……………………………..5
(D. Geier-Dömling, Bad Kissingen)
11:15 – 11:45 Kaffeepause und Besuch der Industrieausstellung
11:45 – 12:15 Welche Laborprobe wird wie genommen,verarbeitet, verschickt? – Präanalytik…………………………..10(U. Seeliger, Bad Kissingen)
12:15 – 13:00 Endoparasiten: Nachweise leicht gemacht(Flotation, Sedimentation, ELISA, Ausstrich)………………….12(A. Heusinger, Bad Kissingen)
13:00 – 13:30 Ektoparasiten: Wie erkenne ich Milben, Hefenoder Hautpilze?........................................................................15(A. Heusinger, Bad Kissingen)
13:30 – 14:30 Mittagspause und Besuch der Industrieausstellung
14:30 – 15:15 Was gehört zum Blutbild?Was sagen die einzelnen Parameter aus?..............................18(C.-C. Sommerey, Bad Kissingen)
15:15 – 15:45 Blutausstrich – Wie gemacht und wie bewertet?.....................26(C.-C. Sommerey, Bad Kissingen)
15:45 – 16:15 Kaffeepause und Besuch der Industrieausstellung
16:15 – 17:00 Mit dem Tier auf Reisen:Welche Krankheiten kommen wo vor?....................................32(T. Naucke, Bad Kissingen)
17:00 – 17:30 Reisekrankheiten:Verhüten und zu Prophylaxemaßnahmen beraten…………...33(T. Naucke, Bad Kissingen)
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LABOKLIN GmbH & Co. KG, Bad Kissingen
TATORT PRAXIS: HYGIENEMONITORING
C. Simon
1. Einleitung
Als nosokomiale Infektionen (NI) definieren Krankenhaushygieniker und
Gesetzgeber solche Infektionen, die vor der Aufnahme in die Klinik oder der
Behandlung in einer Praxis noch nicht vorhanden oder in Inkubation waren. Sie
stellen das bedeutendste Problem der Hygiene und des Hygienemanagements in
Gesundheitseinrichtungen dar.
Nosokomiale Infektionen sind auch vermehrt bei Haustieren zu erwarten. Neben
der auch in der Humanmedizin präsenten MRSA-(Methicillin-resistenter
Staphylokokkus aureus) -Problematik scheint in der tierärztlichen Praxis jedoch auch
das Auftreten von MRSPI (Methicillin-resistenter Staphylokokkus pseudintermedius)
und ESBL (extended-spectrum ß-lactamase bildende Keime = Bakterien aus der
Gruppe der Enterobakteriazeen) eine wesentliche Rolle zu spielen. Die Erstellung
eines erweiterten Hygienekonzeptes, das über den Schutz des Menschenhinausgeht ist daher auch in der tierärztlichen Praxis unabdingbar.
2. Hygiene als Präventivmedizin
Leider gilt Hygiene als Präventivmedizin in der Veterinärmedizin nicht als
attraktives Thema. Hygienisches Arbeiten wird von vielen praktizierenden Tierärzten
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Geräten nach Desinfektion unsteril. Und bei der Kontrolle der Oberflächen (n=70)
wiesen 57% nach Desinfektion eine unzureichende Desinfektionsleistung bezüglich
Keimart und Keimmenge auf.
Die Zunahme der Überprüfungen um etwa 20% deutet darauf hin, dass das
Thema Hygiene als Präventivmedizin zunehmend auch bei Tierärzten an Bedeutung
gewinnt. Dennoch unterstreichen die Zahlen auch - gemessen an der Anzahl
tierärztlicher Praxen -, dass die Relevanz von routinemäßigen Kontrollen der
Sterilisations- und Desinfektionsmaßnahmen im Rahmen des Qualitätsmanagements
der Praxen als Instrument zur Vermeidung nosokomialer Infektionen bislang
unterschätzt wird.
4. Zusammenfassung
Damit kann die Einführung eines Hygienekonzeptes wesentlich zur Vermeidung NI
bei Haustieren beitragen. Zum einen wird dem Mitarbeiterschutz Rechnung getragen
und zum anderen auch dem Patientenschutz (=Tierschutz). Auch bietet es
zunehmend eine erhöhte Rechtssicherheit gegenüber dem Tierhalter, da mit einem
umfassend dokumentierten Konzept im Falle eines Rechtsstreites nachgewiesen
werden kann, dass die Praxis nach dem neuesten Stand der hygienischen
Vorschriften arbeitet. Letztlich dient ein solches Hygienekonzept aber auch der
Sicherung eines höheren Qualitätsstandards und ist somit ein Instrument zur
Kundenbindung.
5. Literaturverzeichnis
1. ROBERT-KOCH-INSTITUT (2000):Erkrankungen durch Staphylokokkus aureus unter Berücksichtigung derMRSA. Epidemiologisches Bulletin. 62-65
2. STEINBRECHER, E., E. SOHR, A. NASSAUER, F. DASCHNER, H. RÜDEN,P. GASTMEIER (2000):Die häufigsten Erreger bei Intensivpatienten mit nosokomialen Infektionen –Ergebnisse des Krankenhaus-Infektions-Surveillance-System (KISS).Chemotherapie Journal 9, 179-183
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3. GORTEL, K., K.L. CAMPBELL, I. KAKOMA, T. WHITTEM, D. J.SCHAEFFER, R. M. WEISIGER (1999):Methicillin resistance among staphylococci isolated from dogs. AmericanJournal of Veterinary Research 60, 1526-1530
4. FRIEDRICH, A. W., K. G. FRIEDRICH, B. WALTHER, A. LÜBKE-BECKER, L.H. WIELER (2004):Methicillin resistant Staphylococcus aureus infections in a modern animalhospital – professional infection management. Praktischer Tierarzt. 742-747
5. CUNY, C., J. KUEMMERLE, C. STANEK, B. WILLEY, B. STROMMENGER,W. WITTE (2006):Emergence of MRSA infections in horses in a veterinary hospital: straincharacterization and comparison with MRSA from humans. Euro Surveillance11, 44-47
6. STROMMENGER, B., C. KEHRENBERG, C. KETTLITZ, C. CUNY, J.VERSPOHL, W. WITTE, S. SCHWARZ (2006):Molecular characterization of methicillin-resistant Staphylococcus aureus strains from pet animals and their relationship to human isolates. Journal ofAntimicrobial Chemotherapy 57, 461-465
7. B. WALTHER (2007):Molekulare Epidemiology Methicillin-resistenter S. aureus (MRSA) in derVeterinärmedizin. Vet. Med. Diss, Berlin
8. ARMAND-LEFEVRE, L., R. RUIMY, A. ANDREMONT (2005):Clonal comparison of Staphylococcus aureus isolates from healthy pigfarmers, human controls, and pigs. Emerging Infectious Diseases 11, 711-714
9. BAPTISTE, K. E., K. WILLIAMS, N. J. WILLIAMS, A. WATTRET, P. D.CLEGG, S. DAWSON, J.E. CORKILL, T. O’NEILL, C. A. HART (2005):Methicillin-resistant staphylococci in companion animals. Emerging InfectiousDiseases 11, 1942-1944
10. WITTE, W., B. STROMMENGER, C. STANEK, C. CUNY (2007):Methicillin-resistant Staphylococcus aureus ST398 in Humans and Animals,
Central Europe. Emerging Infectious Diseases 13, 255-258
Korrespondenzadresse
Dr. Claudia Simon
Labor Laboklin GmbH & Co. KG
Steubenstr. 4, 97688 Bad Kissingen
E-Mail: simon@laboklin.de
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TIPPS UND TRICKS ZUM ANTIBIOGRAMM
D. Geier-Dömling
1. Einleitung
Grundsätzlich ist der Einsatz bei Tieren, die nicht der Lebensmittelgewinnung
dienen, (momentan noch) nicht gesetzlich geregelt. Der Einsatz sollte aber in
Anlehnung an die Leitlinien (Leitlinien für den sorgfältigen Umgang mit antibakteriell
wirksamen Tierarzneimitteln, Stand 2010) erfolgen. Grundlage für den Einsatz ist
demnach eine fachgerechte Diagnostik. Erregeridentifizierung und Antibiogramm
sind dabei nicht unbedingt erforderlich sondern lediglich dann zwingend vorgesehen,
wenn
1. Wirkstoffwechsel aufgrund von Therapieversagen vorgesehen ist,
2. langwierige und wiederholte Gaben durchgeführt werden,
3. nicht als fixe Kombination zugelassene Wirkstoffe gleichzeitig bei einer
Grunderkrankung verabreicht werden.
2. Kapitel
Was ist bei der bakteriologischen Untersuchung zu beachten?
Beprobt werden sollte immer das infizierte Areal mit möglichst vollständiger
Vermeidung der umliegenden Gewebe. Dies gilt besonders, wenn eine
physiologische Flora im Umfeld zu erwarten ist (Haut, Nase). Schmale Tupfer,
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Desinfektion des umliegenden Gewebes oder auch direkte Aufnahme von mittels
Spritze aufgenommenem Pustelinhalt oder Exsudat kann hilfreich sein.
Zwingend notwendig ist die Nutzung von Transportmedium, gängig ist hier Amies
mit Kohle zur Reduzierung der Sauerstoffspannung, um die Anzucht auch von
mikroaerophilen oder transportlabilen Keimen zu ermöglichen.
Eitrige Prozesse enthalten oft keine oder kaum anzüchtbare Bakterien. Ein parallel
mit einem zweiten Tupfer hergestelltes Präparat kann über eine mikroskopische
Untersuchung Klarheit über das Vorliegen von Bakterien geben und gegebenenfalls
Kokken von Stäbchen unterscheiden helfen.
Harnproben sollten so keimarm wie möglich gewonnen werden (Blasenpunktion
besser als Katheterharn besser als Spontanurin). Der Versand erfolgt in sterilen
Röhrchen mit Schraubverschluss, abgesichert über eine Umverpackung mit
Saugeinlage und Schraubverschluss, um den geltenden Versandbestimmungen
Rechnung zu tragen. Mit Harn benetzte Tupfer gewährleisten zwar eine optimale
Versorgung der Keime während des Transports, lassen aber keine quantitative
Aussage zu. Damit fehlt ein wesentliches Kriterium für die Entscheidung über eine
Antibiose.
Bei einigen Lokalisationen hat eine Antibiose ohne vorherige Erregeridentifikation
und ohne Antibiogramm eine große Aussicht auf Erfolg, weil das Keimspektrum und
die Resistenzlage der wahrscheinlich vorliegenden Keime vorhersehbar sind (z.B.
oberflächliche Pyodermie beim Hund). Ist das zu erwartende Erregerspektrum
schwer anzüchtbar, gar nicht mittels klassischer Nährböden kultivierbar (Viren) oderist das Resistenzspektrum vorhersehbar (Chlamydien, Mykoplasmen), dann bietet
sich der Erregernachweis mittels PCR (Polymerase-Ketten-Reaktion) an. Dies ist z.B.
beim Katzenschnupfen der Fall. Vorteil der PCR ist der vergleichsweise schnelle
Erregernachweis, Nachteil das Fehlen einer Antibiotikatestung und in der Regel auch
das Fehlen einer quantitativen Aussage (Mengenangabe der nachgewiesenen
Bakterien oder Viren). Immer wenn für eine PCR beprobt wird, so kommen Tupfer
ohne Transportmedium zur Verwendung, die wie die Tupfer für die Keimanzucht mitUmverpackung verschickt werden sollten.
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Tupfer für die bakteriologische Anzucht sollten nach 24-48 Stunden zur
Untersuchung kommen. Im Gegensatz dazu ist die Transportzeit bei Tupfern für die
PCR weniger kritisch.
Haut
Häufigster Keim bei oberflächlichen Pyodermien stellt beim Hund Staphylococcus
pseudintermedius dar. Vor Einsatz von Antibiotika ist die Verwendung von
Shampoos mit desinfizierender Wirkung (z.B. 2% Salizylsäure-enthaltende Produkte)
zu erwägen. Als erste-Wahl-Antibiotikum ist Clindamycin zu sehen. In zweiter Linie
sind Cephalosporine der ersten und zweiten Generation, Ampicillin oder Amoxicillin
plus Clavulansäure zu empfehlen. Oberflächliche Pyodermien werden in der Regel
min. 3 Wochen, tiefe min. 6 Wochen antibiotisch versorgt. Eine kulturelle Anzucht mit
Antibiogramm ist immer erforderlich, wenn der Therapieerfolg unzureichend ist oder
wenn eine Langzeitherapie erforderlich ist (siehe Leitlinien). Sie ist ebenso
notwendig, wenn eine tiefe Pyodermie vorliegt, da in diesen Fällen häufig neben
Staphylokokken auch gramnegative Keime nachzuweisen sind, deren
Resistenzspektrum wenig vorhersehbar ist.
Sonderfall Ohr: Viele Ohrreiniger haben eine deutliche keimreduzierende Wirkung.
Soll für eine bakteriologische Untersuchung getupfert werden, so muss der Einsatz
von Ohrreinigern mehrere Stunden zurückliegen. Bei Einsatz von topischen
Antibiotika sollte eine Ohrreinigung vorab erfolgen. Eine zusätzliche systemische
Gabe ist häufig anzuraten. Die Dauer der Antibiotikagabe ist von Zytologie und Klinik
abhängig und sollte Tage bis Wochen über die klinische Heilung hinaus gewählt
werden.
Harn, harnableitende Wege
Empfohlen ist die Bestimmung einer Harnanalyse zusammen mit einer kulturellen
Harnuntersuchung; Zystozenteseharn ist Katheterharn vorzuziehen; kulturelle
Ergebnisse von Spontanurin sind deutlich schwerer interpretierbar. Da bei der
kulturellen Untersuchung sowohl grampositive wie auch gramnegative Keime häufignachgewiesen werden, ist die Empfehlung eines Schmalspektrum-Antibiotikums
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Die Leitlinien für den sorgfältigen Umgang mit antibakteriell wirksamen
Tierarzneimitteln sollten jedem Tierarzt bekannt sein, aber auch kein Fremdwort bei
den Tierärztlichen Fachangestellten sein.
4. Literaturverzeichnis
1. H. J. SELBITZ, U. TRUYEN, P.VALENTIN-WEIGAND:Tiermedizinische Mikrobiologie, Infektions-und Seuchenlehre, 9. Auflage.
2. W. KRAFT, U. M. DÜRR:Klinische Labordiagnostik in der Tiermedizin, 6. Auflage
3. C.E. GREENE:Infectious Diseases of the dog and cat, fourth edition
Korrespondenzadresse
Dr. Dorothee Geier-Dömling
Labor Laboklin GmbH & Co. KG
Steubenstr. 4
97688 Bad Kissingen
E-Mail: Geier@laboklin.de
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WELCHE LABORPROBE WIRD WIE GENOMMEN, VERARBEITET,
VERSCHICKT? – PRÄANALYTIK
U. Seeliger
Die vielleicht nur unter Mühen von schwierigen Tieren gewonnenen Proben sollen
weiterhelfen, Diagnosen zu stellen und Hinweise auf die weitere Vorgehensweise zu
bekommen. Da die Präanalytik viele Schritte beinhaltet - von der Patientenvorbe-
reitung, über die Probenentnahme und den Transport der Probe ins Labor, bis zur
Vorbereitung der Probe zur Analyse - ergeben sich selbst für erfahrene Mitarbeiter
immer wieder Fragen. Oft sind es kleine Fehler, die die Aussagekraft der
eingeleiteten Untersuchungen einschränken oder sogar die Untersuchung ganz
verhindern. Folgende Aspekte aus dem Praxisalltag sollen besprochen werden:
„Was sage ich dem Patientenbesitzer, bevor er zur Blutuntersuchung seines
Tieres kommt?“
„Wie finde ich heraus, welche Probenröhrchen ich jetzt holen muss?“
„ Ausfüllen des Antrages, Unterschrift des Tierbesitzers?“
„Wie schnell muss ich diese Probe jetzt abzentrifugieren?“
„Kühlen oder nicht kühlen?“
„Kann ich mich gegen Störfaktoren wie z.B. Hämolyse absichern?“
„Kotröhrchen bis zum Rand füllen?“
„Tupfer mit oder ohne Nährmedium?“
„Gewebeprobe am Stück oder zerschnitten ins Formalin legen und einsenden?“
Eine Auffrischung mit vielen praktische Tipps und neuen Erkenntnissen auch fürerfahrene Tiermedizinische Fachangestellte.
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Korrepondenzadresse
Dr. Ute Seeliger
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Steubenstr. 4
97688 Bad Kissingen
E-Mail: seeliger@laboklin.de
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ENDOPARASITEN: NACHWEISE LEICHT GEMACHT
(FLOTATION, SEDIMENTATION, ELISA, AUSSTRICH)
A. Heusinger
1. Einleitung
Endoparasiten treten abhängig von der Tierart und ihrer Haltungsform
unterschiedlich häufig bei unseren Haustieren auf. Diese können das Wohlbefinden
und die Gesundheit unserer Tiere erheblich beeinträchtigen. Es sind sehr potente
Antiparasitarika auf dem Markt, allerdings wird bei Großtieren von zunehmenden
Resistenzen berichtet, deshalb sollte für eine gezielte Behandlung regelmäßige eine
parasitologische Kotuntersuchung erfolgen.
2. Nachweisverfahren
Nativ Ausstrich (bei kleinen Kotmengen, z.B. anhaftende Reste am Thermometer,
kleine Reptilien, kleine Vögel):- kleine Kotmenge auf Objektträger aufbringen, etwas Kochsalzlösung dazu,
Deckglas auflegen und mikroskopieren
- Sensitivität eingeschränkt
Flotation:
- Durch gesättigte Salz- oder/und Zuckerlösung mit hohem spezifischen
Gewicht werden leichtere Wurmeier oder Protozoen nach oben getrieben.
- Eier haften am aufgelegten Deckgläschen, mikroskopieren- Käufliche Systeme (Ovassay® oder Fecalyzer®)
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Sedimentation:
- Hauptsächlich für Pflanzenfresser Kot für schwere Eier verwendet,
z.B. Leberegel, Kokzidien vom Pferd oder Neuweltkameliden
- Kot wird einfach mit Wasser vermischt, grobe Bestandteile abgeseiht
- Wieder mit Wasser vermischt und stehen gelassen
- Überstand abgegossen, Sediment mikroskopiert
ELISA:
Antigen Nachweis für verschiedene Einzeller wie Giardien oder Cryptosporidien:
- Nach Angaben des Herstellers verwenden
- Sensitivität und Spezifität sehr hoch (> 95 %)
- Bleiben auch nach erfolgreicher Behandlung noch positiv
3. Mikroskopieren
- 10 er Objektiv (gelber Rand)
- Kondensorblende zu, da es sich um ein nicht gefärbtes Objekt handelt und nur
der Kontrast das Beurteilen ermöglicht
Nach typischen Gebilden mit Schale und Inhalt oder Larven suchen, dabei auch
die unterschiedlichen Größen der parasitären Gebilde beachten. Für sehr kleine
parasitäre Gebilde wie Toxoplasmen oder Giardien 20er oder besser 40er Objektiv
verwenden.
4. Zusammenfassung
Die Nachweisrate wird in der Regel semiquantitativ (gering-, mittel-, hochgradig
bzw. +, ++, +++) angegeben. Man kann sie aber auch quantitativ mit der
Zählkammer (Mod. MacMaster Verfahren) erfassen, was für die selektive
Entwurmung gegen Magen Darm Strongyliden bei den Pflanzenfressern angewandt
wird.
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Die nachgewiesenen Wurmei Zahlen müssen dabei aber nicht der tatsächlichen
Wurmbürde entsprechen.
Nur der positive Befund ist für eine Endoparasitose beweisend, die Sensitivität
liegt trotz Anreicherungsverfahren nicht über 70 %.
5. Literaturverzeichnis
1. BOCH / SUPPERER:Veterinärmedizinische Parasitologie, Herausgegeben von Thomas Schnieder,
6. vollständig überarbeitete und erweiterte Auflage, 2006, Parey Verlag2. ECKERT, J. FRIEDHOFF, K.T., ZAHNER, H. DEPLAZES, P.:
Lehrbuch der Parasitologie für die Tiermedizin, 2005 Enke Verlag
Korrespondenzadresse
Dr. Anton Heusinger
Fachtierarzt für klinische Laboratoriumsdiagnostik
Labor Laboklin GmbH & Co. KG
Steubenstr. 4
97688 Bad Kissingen
E-Mail: heusinger@laboklin.de
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EKTOPARASITEN: WIE ERKENNE ICH MILBEN, HEFEN ODER HAUTPILZE?
A. Heusinger
1. Einleitung
Ektoparasiten können ständig oder saisonal abhängig bei unseren Haustieren
auftreten, dabei verweilen sie ständig oder nur vorübergehend am Tier. Dies muss
bei der Diagnostik berücksichtigt werden.
Neben streng wirtsspezifischen Ektoparasiten, wie z.B. Läuse oder Haarlinge gibt
es auch weniger wirtsspezifische Ektoparasiten, z.B. die Grabmilben (Sarcoptes).
2. Nachweisverfahren
Ektoparasiten:
Abhängig von der Lebensweise der Ektoparasiten ist eine unterschiedliche
Probengewinnung Voraussetzung für ein gutes Ergebnis
Tesafilmabklatsch: Gut geeignet für alle laufenden oder springenden
Ektoparasiten wie z.B. Läuse, Haarlinge, Flöhe aber auch Raub- oder Fellmilben wird
ein Stück klarer Tesafilm auf die verdächtige Stelle aufgeklebt, dann das Ganze auf
einen Objektträger überführt und evtl. mikroskopiert.
Oberflächliches Hautgeschabsel: Geeignet für oberflächlich in der Haut lebendeEktoparasiten wie z.B. Sarcoptes Milben. Es wird ein großflächiges Areal mit
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Paraffinöl beträufelt, dann mit einer stumpfen Skalpellklinge diese Fläche trocken
geschabt. Zusammen mit dem Paraffinöl wird die oberste Hautschicht abgetragen,
direkt auf den Objektträger überführt kann es nach Abdeckung mittels Deckgläschen
direkt mikroskopiert werden. Eine andere Möglichkeit besteht darin, das Geschabsel
ohne den Auftrag des Paraffinöls zu nehmen, das Geschabsel wird auf dem
Objektträger mit Paraffinöl überschichtet und abgedeckt. Dieses Verfahren ist auch
für Versandproben geeignet, das Geschabsel wird in ein Tütchen oder ein Röhrchen
für den Versand überführt (möglichst ohne Klinge!).
Tiefes Hautgeschabsel: Geeignet für tief in der Haut lebende Milben, z.B.
Demodex (Haarbalgmilben) Es wird eine kleine verdächtige Fläche (ca. 1 cm2) mit
Paraffinöl beträufelt, dann mit einer stumpfen Skalpellklinge diese Fläche solange
geschabt bis blutig seröse Flüssigkeit erscheint. Das weitere Verfahren wie oben.
Hefen: Abklatsch direkt auf veränderte Haut oder mithilfe eines Tupfers Probe
entnehmen, diesen dann auf einen Objektträger abrollen. Tipp: Ohr links in L Form
und Ohr rechts in R Form auf einen Objektträger ausgerollt spart Material und
erleichtert die Zuordnung. Nach Lufttrocknung wird der Ausstrich dann gefärbt (z.B.
Hämacolor fix®) die Malassezien stellen sich dann als Pantoffel förmige Gebilde dar.
Hautpilze: Die Entnahme erfolgt am Übergang von der Veränderung zur gesunden
Haut, es wird ein Geschabsel entnommen und Haare ausgezupft. Die Aufarbeitung
erfolgt wie oben mit dem Paraffinöl. In den Haaren oder den Schuppen wird nach
Pilzsporen oder Hyphen gesucht. Man kann auch die Haare mit Baumwollphenolblau
(giftig!) anfärben, dann sind die Pilzstrukturen besser zu erkennen.
Ein Teil des Materials sollte für eine Kultur verwendet werden.
3. Mikroskopieren
- Lupenvergrößerung oder10 er Objektiv (gelber Rand)
- Kondensorblende zu, da es sich um ein nicht gefärbtes Objekt handelt und nur
der Kontrast das Beurteilen ermöglicht
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Im frischen Paraffinöl Präparat sind die Milben gut zu erkennen, da sie infolge
Atemnot sich oft hektisch bewegen.
4. Zusammenfassung
Für ein aussagefähiges Ergebnis ist die Probenentnahme der Lebensweise der
Ektoparasiten anzupassen. Gerade bei einem Sarcoptes Milben Befall des Hundes
verläuft das mikroskopische Nachweisverfahren oft negativ. Hier kann man sich mit
dem Antikörper Nachweis helfen.
5. Literaturverzeichnis
1. BOCH / SUPPERER:Veterinärmedizinische Parasitologie, Herausgegeben von Thomas Schnieder,6. vollständig überarbeitete und erweiterte Auflage, 2006, Parey Verlag
2. ECKERT, J. FRIEDHOFF, K.T., ZAHNER, H. DEPLAZES, P.:Lehrbuch der Parasitologie für die Tiermedizin, 2005 Enke Verlag
3. SEELIGER. H.P., HEYMER, TH.:Diagnostik pathogener Pilze des Menschen und seiner Umwelt, Georg ThiemeVerlag Stuttgart 1981
Korrespondenzadresse
Dr. Anton Heusinger
Fachtierarzt für klinische LaboratoriumsdiagnostikLabor Laboklin GmbH & Co. KG
Steubenstr. 4
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E-Mail: heusinger@laboklin.de
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WAS GEHÖRT ZUM BLUTBILD?
WAS SAGEN DIE EINZELNEN PARAMETER AUS?
C.-C. Sommerey
Das Blut besteht aus Blutflüssigkeit (Plasma) und Blutkörperchen. Zu den
Blutkörperchen gehören die roten Blutkörperchen (Erythrozyten), weißen
Blutkörperchen (Leukozyten) sowie Blutplättchen (Thrombozyten). Die
Blutkörperchen werden vorwiegend im Knochenmark gebildet, vereinzelt tragen auch
u.a. die Milz und die Leber dazu bei.
Das Blutbild setzt sich aus dem roten und weißen Blutbild zusammen. Neben der
absoluten Zahl an Erythrozyten, Leukozyten und Thrombozyten (quantitatives
Blutbild) wird auch das Erscheinungsbild (Morphologie) dieser Zellen beurteilt
(qualitatives Blutbild). Außerdem erfolgen beim qualitativen Blutbild noch die
Beurteilung von besonderer Zellanordnung (z.B. Thrombozyten-Aggregate) sowie
blutparasitärer Strukturen.
Im Folgenden wird auf das quantitative Blutbild eingegangen, mit Untergliederungin rotes und weißes Blutbild sowie Thrombozyten. Das qualitative Blutbild wird im
Rahmen der Blutausstrich-Beurteilung besprochen.
Rotes Blutbi ld
Zum quantitativen roten Blutbild gehören die Erythrozytenzahl, der Hämatokrit unddie Konzentration des roten Blutfarbstoffes (Hämoglobin). Aus diesen Parametern
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können die Erythrozyten-Indizes berechnet werden. Zusätzlich kann auch noch die
Retikulozytenzahl bestimmt werden. All diese Werte können manuell, heutzutage
aber meist mittels Analysegeräte gemessen werden.
Bevor eine Messung erfolgt, muss die Blutprobe auf Gerinnsel untersucht werden.
Ein solches Gerinnsel, aufgespürt mit einem Holzstäbchen, führt zu einem
fehlerhaften quantitativen Blutbild. Diese Blutprobe muss verworfen werden und eine
frische Blutprobe wird benötigt.
Erythrozytenzahl
Die Erythrozytenzahl kann mittels Neubauer-Zählkammer bestimmt werden,
allerdings ist dieses relativ zeitaufwendig. Meist erfolgt heutzutage eine Zählung
mittels Analysegeräte.
Dabei können verschiedene Methoden zum Einsatz kommen. Geläufig sind
Impedanzgeräte sowie auch Durchflußzytometriegeräte.
Impedanzgeräte zählen die Erythrozyten mittels elektrischen Stroms. Die Zellen
führen zu einem Puls. Während die Pulsfrequenz der Zellzahl entspricht, ist die
Pulshöhe proportional zur Größe der Zellen.
Bei der Durchflußzytometrie werden die Zellen durch einen Laserstrahl geschickt,
und diese Zellen führen dann zu einer Streuung des Lichts. Es wird sowohl das
Vorwärtsstreulicht als auch das Seitwärtsstreulicht gemessen. Während ersteres dieZellgröße darstellt, gibt Letzteres Auskunft über die Zelldichte oder –granularität.
Insbesondere bei der Katze ergibt sich oft das Problem, dass Impedanzgeräte die
Erythrozyten von den Thrombozyten nicht immer unterscheiden können, da die
felinen Erythrozyten klein sind, aber die Thrombozyten oftmals als sehr große
Thrombozyten (Makrothrombozyten) vorliegen, somit eine ähnliche Größe aufweisen
und als Erythrozyten gezählt werden.
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Eine Erniedrigung der Erythrozytenzahl deutet auf eine Blutarmut (Anämie) hin,
während eine Erhöhung eine Blutfülle (Erythrozytose) darstellt. Insbesondere bei
Letzterer ist eine Unterscheidung zwischen relativ und absolut wichtig, da die
Erythrozytose oft durch Dehydratation bedingt ist. Die Erythrozytenzahl wird
insbesondere im Zusammenhang mit Hämatokrit und Hämoglobin betrachtet, da
oftmals alle drei Werte gemeinsam verändert sind.
Die Erythrozytenzahl wird in Tera (T)/l bzw. 1012/l angeben.
Hämatokrit
Der Hämatokrit (HKT) kann manuell mittels einer Mikrohämatokrit-
Zentrifuge bestimmt werden. Dabei wird Blut in eine Kapillare aufgezogen,
das Ende der Kapillare mit Kitt verschlossen und für mindestens 5 min
mit 12.000-15.000 Umdrehungen/min zentrifugiert. Dadurch werden die
Bestandteile des Blutes in Erythrozytensäule (A), Leukozytensäule
(Buffy coat) (B), Thrombozytensäule (C) sowie Plasmasäule (D)
aufgetrennt. Der Mikrohämatokrit wird dann bestimmt nach folgender
Formel:
HKT =
Die Methode ist sehr genau und kann zur Überprüfung des Analysegerät-
Hämatokrits herangezogen werden. Zudem kann das Plasma visuell aufFarbveränderungen, wie Gelbfärbung (Ikterus), Rotfärbung (Hämolyse) und Trübung
(Lipämie) kontrolliert werden. Zusätzlich kann mittels Refraktometer auch der
Plasmaeiweißgehalt bestimmt werden.
Im Gegensatz dazu berechnen die meisten Analysegeräte den Hämatokrit, unter
Zuhilfenahme der Erythrozytenzahl sowie der durchschnittlichen Erythrozytengröße
(MCV), entsprechend der Formel:
A
A + B + C + D
D
CB
A
Kitt
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HKT =
Bei einer fehlerhaften Bestimmung der Erythrozytenzahl, insbesondere bei der Katze
mit sehr kleinen Erythrozyten und großen Thrombozyten, kann daher der berechnete
Hämatokrit falsch erniedrigt sein.
Hämoglobin
Die Hämoglobin-Konzentration wird in Analysegeräten mittels Photometrie
bestimmt; die Einheit ist g/dl.
Als wichtigster Störfaktor der Messung ist die Lipämie anzusehen. Durch die
starke Trübung ergibt sich ein falsch-hoher Wert (wenn Hämoglobin überhaupt
bestimmt werden kann).
Zur Plausibilitätsüberprüfung von Hämatokrit und Hämoglobin kann man eine
Faustregel heranziehen:
Hämoglobin ~ 3x HKT
Erythrozyten-Indizes
Diese umfassen die durchschnittliche Größe der Erythrozyten (MCV), gemessen
in Femtoliter (fl), sowie den mittleren Hämoglobingehalt des einzelnen Erythrozyten
(MCH), in der Einheit Picogramm (pg), und den mittleren Hämoglobingehalt der
Erythrozytenmasse (MCHC), gemessen in Gramm pro Deziliter (g/dl).
MCV x Erythrozytenzahl
10
Licht uelle Detektor
Transmission
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Der MCV berechnet sich nach der Formel:
MCV=
Entsprechend des MCVs kann zwischen kleinen (mikrozytären), normal großen
(normozytären) und großen (makrozytären) Erythrozyten unterschieden werden.
Der MCH, noch wichtiger der MCHC, gibt Auskunft über den Hämoglobingehalt
der Erythrozyten. Die Berechnung erfolgt anhand dieser Formeln:
MCH=
MCHC=
Es kann dadurch in normalen Hämoglobingehalt (normochrom) und verminderten
Hämoglobingehalt (hypochrom) eingeteilt werden. Ein erhöhter Hämoglobingehalt
existiert nicht, bei diesem muss von einem Messfehler ausgegangen werden (meist
durch Lipämie bedingt).
Die Erythrozyten-Indizes sind hilfreich zur Interpretation von Anämie. Während
mikrozytäre hypochrome Erythrozyten einen Hinweis auf eine chronische
Eisenmangelanämie (z.B. bedingt durch eine Magen-Darm-Blutung) geben, werden
makrozytäre hypochrome Erythrozyten u.a. bei regenerativer Anämie gesehen.
Retikulozytenzahl
Retikulozyten sind die unmittelbaren Vorgängerstufen der Erythrozyten, deren
Reifung noch nicht vollständig abgeschlossen ist. Sie sind oftmals noch größer,
enthalten weniger Hämoglobin und besitzen noch Reste der Organellen (z.B.Endoplasmatisches Retikulum, Mitochondrien). Diese Strukturen werden für die
HKT x 10
Erythrozytenzahl
Hämoglobin x 100
HKT
Hämoglobin x 10
Erythrozytenzahl
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Retikulozytenzählung mittels einer Supravitalfärbung (Brillantkresylblau,
Methylenblau) dargestellt. Bei einer Zählung von 300-1000 Erythrozyten wird dann
der Anteil der Retikulozyten bestimmt. Die absolute Retikulozytenzahl errechnet sich
dann aus der Erythrozytenzahl. Die Retikulozytenzählung erfolgt aber heute meist
mittels Analysegerät, da die manuelle Bestimmung ziemlich zeitaufwendig ist.
Ein erhöhter Wert deutet auf eine vermehrte Regeneration hin, welches
insbesondere zur Beurteilung der Blutarmut (Anämie) wichtig ist.
Weißes Blutbild
Das quantitative weiße Blutbild besteht aus der Leukozytenzahl sowie dem
Differentialblutbild mit den relativen und absoluten Werten.
Die Zählung kann mittels Neubauer Zählkammer manuell erfolgen.
Gebräuchlicher, genauer und schneller ist die Bestimmung mittels Analysegerät. Es
gibt verschiedene Methoden, am genauesten ist die Bestimmung mittels
Laserdurchflußzytometrie.
Die Leukozytenzahl wird in Giga (G)/l bzw. 109/l angegeben.
Das Differentialblutbild kann entweder manuell durch Auszählen von
100 Leukozyten im Blutausstrich oder mittels Analysegerät bestimmt werden. Beim
Differentialblutbild werden Segmentkernige (Neutrophile) Granulozyten,
Lymphozyten, Monozyten, Eosinophile und Basophile Zellen unterschieden.
Der Vorteil der Analysegeräte liegt bei der schnellen Differenzierung einer großen
Anzahl von Zellen, und dadurch ergibt sich eine größere Genauigkeit. Allerdings gilt
dieses nur für normale, unveränderte Zellen. Der Nachteil des Analysegerätes ist,
dass veränderte und/oder atypische Zellen nicht erkannt werden. Auch können
weder Blutparasiten noch kernhaltige Erythrozytenvorstufen (Normoblasten) nicht
erkannt werden. Daher ist eine Blutausstrichbewertung zur Plausibilitätsüberprüfungwichtig. Oftmals ist auch ein manuelles Differentialblutbild notwendig, insbesondere
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wenn ein maschinelles Differentialblutbild wegen unreifen Zellen (z.B. Stabkernige
Neutrophile) oder atypischen Zellen nicht möglich ist.
Bei vermehrtem Auftreten von Normoblasten (mehr als 10 Normoblasten pro 100
Leukozyten) ist eine Leukozytenkorrektur notwendig (Näheres bei der Besprechung
des Blutausstriches).
Eine verminderte Leukozytenzahl (Leukopenie) kann einerseits durch vermehrten
Verbrauch, Umverteilung (z. B. Körperhöhle) oder verminderte Produktion
hervorgerufen sein. Eine erhöhte Leukozytenzahl könnte je nach Ausmaß Stress,
Entzündung, Infektion oder aber auch Blutkrebs (Leukämie) bedeuten. Zur
Unterscheidung dient in erster Linie das Differentialblut, welches die vorwiegend
betroffene Zelllinie identifiziert. Es können bestimmte Verteilungsmuster
unterschieden werden. Ein akutes entzündliches Leukogramm besteht aus
stabkernigen Neutrophilen (sogenannte ‚Linksverschiebung‘) sowie oftmals
vermehrten reifkernigen Neutrophilen und Monozyten. Von einem Stress-
Leukogramm spricht man, bei einer verminderten Zahl an Lymphozyten und
Eosinophilen sowie bei vermehrten Neutrophilen (und zusätzlich Monozyten beim
Hund). Der Verdacht einer Leukämie ergibt sich bei einer Lymphozytenzahl > 30 G/l
bzw. Granulozytenzahl >50 G/l, sollte aber immer mittels zusätzlicher
Untersuchungen abschließend beurteilt werden.
Thrombozyten
Die Thrombozytenzahl kann über eine Schätzung im Blutausstrich erfolgen. Beieiner 1000x Vergrößerung wird die Thrombozytenzahl von 10 Gesichtsfeldern
bestimmt, der Durchschnittswert gebildet und mit 15 multipliziert. Üblicher ist die
Bestimmung mit Analysegeräten.
Die Thrombozytenzahl wird in G/l bzw. 109/l angegeben.
Insbesondere bei der Katze mit ihren kleinen Erythrozyten undMakrothrombozyten, aber auch bei einigen Hunderassen (Cavalier King Charles
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Spaniel, Norfolk Terrier sowie schwarzer russischer Terrier) mit rassebedingten
Makrothrombozyten ergeben die maschinellen Messungen fälschlich verminderte
Thrombozytenzahlen. Auch führen Thrombozytenaggregate zu einer fehlerhaften
Messung. Daher ist bei einer scheinbaren Thrombozytopenie immer der
Blutausstrich zu kontrollieren.
Eine Verminderung der Thrombozytenzahl (Thrombozytopenie) unter 80 G/l kann
zu vermehrter Blutung bei einem chirurgischen Eingriff führen, eine Zahl unter 50 G/l
kann sogar zu spontaner Blutung führen. Daher ist eine Bestätigung der
Thrombozytenzahl mittels Ausstrich wichtig.
Korrespondenzadresse
Dr. Cora-Constanze Sommerey
Laboklin GmbH & Co. KG
Steubenstr. 4
97688 Bad Kissingen
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Laboklin GmbH & Co. KG, Bad Kissingen
BLUTAUSSTRICH – WIE GEMACHT UND WIE BEWERTET?
C.-C. Sommerey
Die Untersuchung des Blutausstriches ist einerseits Bestandteils des quantitativen
Blutbildes mit Erstellung des relativen und absoluten Differentialblutbildes,
andererseits wird mit Hilfe des Blutausstriches das qualitative Blutbild angefertigt und
ist somit ein sehr wichtiger Bestandteil des Blutbildes.
Herstellung eines Blutausstriches
Der Blutausstrich sollte zügig nach der Blutentnahme angefertigt werden. Die
Glasobjektträger sollten an den Kanten gehalten werden, da fettige Fingerspuren ein
gutes Ausstreichen verhindern.
Auf einen Objektträger wird an einem Ende ein Tropfen Blut aufgetragen. Ein
zweiter Objektträger wird im 30 Grad Winkel vor dem Bluttropfen aufgesetzt und
zurückgezogen, bis er den Bluttropfen gerade berührt und zu einer Verteilung
entlang der Objektträgerbreite führt.
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Darauf wird der obere Objektträger unter gleichmäßigem Druck zügig in die
entgegengesetzte Richtung geschoben unter Mitnahme des Blutes.
Vor Ende des Objektträgers sollte sich die sogenannte Fahne des Blutausstriches
gebildet haben.
Nach Lufttrocknung des Blutausstriches wird dieser üblicherweise mittels
Schnellfärbung (z.B. Diff Quick) gefärbt. Die Färbung kann verbessert werden durch
Verlängerung der Fixierphase. Ebenfalls ist es wichtig, die Färbelösungen
regelmäßig zu erneuern, da einerseits Färbeartefakte die Beurteilung erschweren,
andererseits auch die Färbeintensität stark abnimmt. Auch eine bakterielle
Besiedelung der Lösungen ist möglich und kann zu fraglichen Befunden führen.
Fehlerquellen bei der Herstellung des Blutausstriches sind zu dicke oder zu dünne
Ausstriche, aber auch insbesondere zu lange Ausstriche (mit Fehlen der Fahne)
führen zu Problemen bei der Beurteilung.
Fahne
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Blutausstrich-Beurteilung
Der Blutausstrich wird in drei Zonen unterteilt.
Der Bereich nahe des Auftragungsortes ist zu dicht für eine morphologische
Beurteilung. Insbesondere die Leukozyten erscheinen geschrumpft. Der ideale
Bereich ist die Zone in der sich die Hälfte der Erythrozyten berührt, und die andere
Hälfte frei vorliegt (Beurteilungszone). In der Fahne erscheinen die Zellen größer mit
veränderter Morphologie, da sie zu abgeflacht vorliegen. Allerdings ist die Fahne
dennoch sehr wichtig für die Blutausstrich-Beurteilung, wie im Folgenden besprochen
wird.
Die Blutausstrich-Beurteilung beginnt mit dem 10x Objektiv. Dabei wird die Fahne
auf Thrombozyten-Aggregate untersucht. Außerdem werden die Fahne sowie die
Seitenränder des Ausstriches auf größere Zellen, insbesondere atypische Zellen,
abgesucht. Auch Blutparasiten, insbesondere Wurmstadien, sind vorwiegend in
diesem Gebiet zu finden.
Daraufhin wird der gesamte Ausstrich durchgemustert um einen Eindruck von der
Leukozytenverteilung sowie der Erythrozytendichte zu bekommen. Bei gleichmäßiger
Verteilung kann die Leukozytenzahl mittels 10x Objektiv mit folgender Formel
geschätzt werden:
Geschätzte Leukozytenzahl = Mittlere Leukozytenzahl pro Gesichtsfeld x 100-150.
(Mit einem 20x Objektiv wäre der Multiplikationsfaktor 400-600)
Fahne Beurteilungszone Auftragungszone
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Diese Formel sollte für das eigene Mikroskop mit der gemessenen Leukozytenzahl
verglichen werden und entsprechend gegebenenfalls korrigiert werden.
Die Bestimmung des Differentialblutbildes erfolgt mittels 40x oder 50x Objektiv
indem 100 Leukozyten identifiziert und gezählt werden. Die Untersuchung erfolgt
mäanderförmig.
Dabei wird zwischen neutrophilen, eosinophilen und basophilen Granulozyten,
sowie Lymphozyten und Monozyten unterschieden. Zusätzlich können auch noch
unreife Granulozyten vorkommen, die anstelle des mehrfach lobulierten Kerns, einen
nicht lobulierten hufeisenförmigen oder sogar stabförmigen Kern besitzen. Ein
vermehrtes Vorkommen dieser sogenannten Stabkernigen und Jugendlichen wird als
Linksverschiebung bezeichnet. Die Zellreifung stellt man sich als fortlaufende Reihe
der einzelnen Entwicklungsstadien von links (Stammzelle) nach rechts (ausgereifte
Zelle) vor. Von einer Rechtsverschiebung wird gesprochen, wenn sich Zellen mit
Alterungszeichen finden, wie z.B. eine Hypersegmentierung bei neutrophilen
Granulozyten (d.h. mehr als sechs Kernsegmente).
Nach Auszählen der 100 Leukozyten ist damit der prozentuale Anteil der
jeweiligen Leukozyten bestimmt. Durch Multiplikation mit der Leukozytenzahl ergibt
sich dann der absolute Wert der einzelnen Leukozyten in G/L. Es ist der absolute
Wert, der für die Beurteilung entscheidend ist.
Während eine Erhöhung der neutrophilen Granulozytenzahl (Neutrophilie) oft auf
ein entzündliches oder infektiöses Geschehen hindeutet, kann man eine Erhöhung
der eosinophilen Granulozytenzahl (Eosinophilie) bei allergischen und parasitären
Erkrankungen beobachten.
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Eine Erhöhung der Monozyten (Monozytose) tritt oft bei chronischen
Entzündungen in den Vordergrund. Fieberhafte Erkrankungen werden oft von einer
Linksverschiebung mit Neutrophilie sowie Monozytose begleitet. Schwerwiegende
Entzündungen können zu vermehrten Verbrauch der neutrophilen Granulzyten
führen und somit eine Erniedrigung der neutrophilen Granulozytenzahl (Neutropenie)
herbeiführen. Bei Streßsituationen (auch entzündliche Erkrankungen können als
streßvoll angesehen werden) besteht meist eine Erniedrigung der Lymphozytenzahl
(Lymphopenie). Eine Erhöhung der Lymphozyten (Lymphozytose) kann man bei
Virusinfektionen aber auch bei neoplastischen Erkrankungen (z.B. Leukämie)
beobachten.
Leukozyten-Korrektur
Die Zahl der Normoblasten wird separat gezählt, bei Erstellung des
Differentialblutbildes. Bei vermehrten Auftreten von Normoblasten (mehr als 10 pro
100 gezählten Leukozyten) sollte die Leukozytenzahl korrigiert werden. Dieses
erfolgt nach der Formel:
Korrigierte Leukozytenzahl =
Die Beurteilung der Erythrozyten erfolgt ebenfalls in der Beurteilungszone mit dem
40-50x Objektiv. Insbesondere auf die Größe Farbe und Form der Erythrozyten wird
geachtet. Unter Polychromasie versteht man das vermehrte Vorkommen von
unreifen Erythrozytenstadien. Diese roten Blutkörperchen sind noch größer und
enthalten weniger Hämoglobin als die ausgereiften Erythrozyten und färben sich
daher meist bläulich an. Beim Hund kann zusätzlich die zentrale Aufhellung beurteilt
werden, die allerdings bei den anderen Tierarten nicht so deutlich ausgeprägt ist.
Die Thrombozyten-Beurteilung bezüglich Form und Größe wird auch mittels 40-
50x Objektiv durchgeführt. Zur Schätzung der Thrombozytenzahl wird das 100x
Objektiv benutzt. Nach Zählung der Thrombozyten in 10 Gesichtsfeldern, wird der
100 x Leukozytenzahl
100 + Normoblastenzahl
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REISEKRANKHEITEN:
VERHÜTEN UND ZU PROPHYLAXEMAßNAHMEN BERATEN
T. J. Naucke
Zusammenfassung:
Im Anschluss an vorigen Vortrag wird die Wichtigkeit der wissenschaftlichen
Bezeichnung der einzelnen Vektoren aufgezeigt, um für die einzelnen Regionen
Europas ein zutreffendes Ektoparasitikum auszuwählen. Es wird zwischen
Wirkstoffen unterschieden, die einen repellierenden, tötenden oder
wachstumsregulierenden (IGR) Effekt auf die einzelnen Vektoren haben.
Abschließend wird grob dargestellt, ob die einzelnen Erkrankungen behandelt
werden können – oder eben auch nicht, also eine lebenslang chronische Erkrankung
bleiben.
Korrespondenzadresse
Dr. Torsten Naucke
Labor Laboklin GmbH & Co. KG
Steubenstr. 4
97688 Bad Kissingen